《Physiologia Plantarum》：Multi-Level Approaches for Assessing Molecular and Physiological Traits of Drought and Heat Stress Tolerance in Plant Reproductive Development
引言
全球气温的持续升高对作物生产构成严重威胁，而植物的生殖发育阶段对环境胁迫尤为敏感。理解植物对干旱和热胁迫的耐受机制，需要采用整合生理、生化和分子性状的多层次研究方法。本文综述了从生长室到温室及大田试验等不同实验设置中，评估植物生殖器官对单一及复合胁迫耐受性的关键技术和方法。
从生长室到温室及大田：探究对干旱和热胁迫的响应
作物对胁迫的响应研究高度依赖于实验设计。例如，热胁迫对冬小麦籽粒产量的影响，受温度测量点（穗、叶、冠层或环境空气）、加热方法以及土壤基质等多种因素影响。干旱研究也已建立起从控条件到大田的多种方案，如土壤水分控制法或使用渗透物质（如聚乙二醇PEG）模拟干旱。然而，PEG诱导的渗透胁迫并不能完全模拟土壤干旱的复杂性。
热胁迫实验的建立更具挑战性，可在不同时间尺度、强度和持续时间下，利用多种设施（如叶片和植株生长室、温室、田间帐篷、辐射加热器等）进行。实验目的决定了实验场所的选择：分子机制研究需要在光、温、湿度稳定的受控环境中进行，而基因型耐性鉴定则更依赖能量化作物表现和产量的大田试验。大田试验的复杂性在于植物、土壤、地理、气候及其他生物胁迫等因素间的相互作用，因此通常需要进行多地点、多季节的实验。
在开展热胁迫实验前，需明确测量的胁迫参数、关注的发育阶段和植物器官。值得注意的是，幼苗早期和生殖期是植物对热胁迫最敏感的阶段。此外，热胁迫研究常伴随干旱胁迫，特别是在使用沙质土壤基质时，两者会相互加剧影响。胁迫持续时间也至关重要，短时高温（45°C–50°C）处理可诱导典型的热激反应，而模拟热浪（高于最适温度5°C–10°C持续数小时至数天）或慢性热胁迫（关键发育阶段持续数周适度高温）的实验则更能反映实际气候变化情景。未来的研究应更侧重于模拟热浪和慢性热胁迫，并整合热激、热浪和长期变暖研究的知识，以培育出在目标环境中更具韧性的基因型。
指示干旱和热胁迫响应的形态生理性状
形态性状
与营养生长和生殖发育相关的形态性状是监测植物非生物胁迫的关键指标。热和干旱胁迫通常会导致株高和叶片尺寸（长度、宽度和厚度）减小，这是植物减少水分流失和热负荷的适应机制。叶片形态的改变，如叶片卷曲，也是对高温的可见响应，有助于减少蒸腾和光损伤。在生殖阶段，热胁迫可能延迟或加速开花，这直接影响生殖成功。热胁迫还会改变花器官形态，导致花粉活力降低、花药异常开裂、胚珠受精率下降，从而影响结实率和产量。花器官败育和花序结构变化也常见。监测这些形态性状为筛选耐热性提供了有价值的表型标记。
光合性能
光合性能是对复合胁迫最敏感和最广泛使用的指标之一。叶绿素荧光成像已成为评估光合活性时空变化的重要非侵入性技术。光系统II（PSII）量子产量（Fv/Fm）是胁迫下光合效率的主要诊断指标，其值降低表明发生了光抑制和光合机构损伤。例如，小麦在超过35°C时表现出Fv/Fm显著降低，并与光合能力下降和产量损失相关。Fv/Fm对热胁迫的敏感性已被用于鉴定耐热品种。除了Fv/Fm，非光化学淬灭（NPQ）和电子传递速率（ETR）等参数为了解植物在复合胁迫下采用的光保护机制提供了见解。NPQ量化了植物将过剩光能以热能形式耗散的能力，是防止光抑制和氧化损伤的重要光保护机制。
细胞膜稳定性
细胞膜稳定性是评估胁迫耐受性的另一个重要性状。膜热稳定性通常通过电解质渗漏 assay 来评估，较高的电导率值表明膜损伤更严重。耐性植物通常表现出较低的电解质渗漏率和较高的膜功能障碍临界温度。脂质组成和流动性，特别是饱和与不饱和脂肪酸的比例，极大地影响膜稳定性。
气体交换
热和干旱胁迫通过影响气孔导度和参与光合作用及蒸腾作用的生化途径，深刻影响植物气体交换。许多作物（如小麦）在复合胁迫下净光合速率和气孔导度降低，导致碳同化减少。相反，一些物种会维持或增加气孔导度以增强蒸腾冷却；这种机制在小麦和高粱中均有观察到，但可能导致快速失水，并不总能防止胁迫。
生化响应
胁迫会导致Rubisco失活和光呼吸速率升高，从而限制水稻和小麦等物种的光合能力。干旱通过多种机制显著降低植物中Rubisco的活性。极端高温通过膜损伤和增加活性氧（ROS）产生来破坏光合作用。这些效应因物种和品种而异。
遥感技术
遥感技术的进步显著改善了大尺度胁迫指标的监测。热红外成像能够精确测量冠层温度及其与环境空气的偏差，作为通过蒸腾反映蒸发冷却能力的指标。高光谱成像提供全面的光谱数据，可检测与胁迫响应相关的叶绿素含量、植物水分状况和生化化合物的变化。
指示干旱和热胁迫响应的生化性状
光合色素与氧化还原系统
光合色素（包括叶绿素、胡萝卜素和叶黄素等）是光合效率和过剩能量耗散的关键指标。此外，氧化还原调节系统的组分被广泛用作胁迫监测的生物标志物。在叶绿体中，抗坏血酸-谷胱甘肽（Asc-GSH）循环的组分占主导地位，涉及抗坏血酸过氧化物酶（APX）、单脱氢抗坏血酸还原酶（MDAR）、脱氢抗坏血酸还原酶（DHAR）和谷胱甘肽还原酶（GR），以及抗坏血酸（Asc/DHA）、谷胱甘肽（GSH/GSSG）和NADPH/NADP+的氧化还原状态。Asc-GSH循环也在细胞质、线粒体和过氧化物酶体中运行。在过氧化物酶体和细胞质中，过氧化氢酶（CAT）是主要的H2O2清除剂。在质外体和液泡中，H2O2水平通过III类过氧化物酶（PODs）与抗坏血酸和酚类物质（如羟基肉桂酸和黄酮类）共同维持。
为维持细胞膨压，植物会积累渗透保护剂，如脯氨酸和糖类；因此，这些代谢物的分析对于评估干旱响应很重要。
采样与分析的可靠性
任何分析的可靠性都根本上取决于正确的样品采集、处理和储存。采样应尽量减少机械损伤和胁迫，并通过快速冷却或有机溶剂固定使代谢停滞。机械损伤会触发伤口部位局部超氧化物和H2O2的立即生成。为防止此类假象，样品应在收集后几秒内用液氮闪冻。此外，昼夜节律和采样时间会影响样品完整性。植物年龄和发育状态也会影响抗氧化剂和促氧化剂的水平。
当前分析方法
评估上述低分子量胁迫标志物的当前方法涵盖多种途径，其中液相色谱-质谱联用（LC-MS）尤为突出。在评估Asc和GSH的氧化还原状态时需要特别考虑。植物叶片细胞中的Asc和GSH维持在毫摩尔范围，但其水平受植物物种、生长阶段、水肥光等条件以及氧化胁迫水平的影响而动态变化。例如，健康植物的抗坏血酸预期处于高度还原状态（80%–95%），谷胱甘肽也是如此（90%–95%）。测量Asc和GSH氧化还原状态的综合指南强调在黑暗条件下使用金属螯合剂和低pH值的快速提取方案。
抗氧化酶活性
抗氧化酶活性的变化被认为是胁迫响应的可靠标志物。每种酶都需要与其最适pH、温度范围、辅因子要求和稳定性特征相一致的特定条件。要实现准确的酶活测定，必须为每种植物物种优化提取方案。
总抗氧化能力（TAC）测定
总抗氧化能力（TAC）测定被广泛用于评估提取物的抗氧化潜力，但所使用的电子受体的差异可能导致结果不一致。因此，不建议依赖单一的TAC方法对提取物进行排序。然而，通过使用多种方法并将其与生理测量相结合，可以更全面地了解特定条件下组织中的抗氧化相互作用。
胁迫生物标志物的解读
解读用于评估胁迫的生化和生理性状需要将其整合到复杂的细胞响应网络中。适应性响应可能表现为抗氧化活性升高（反映促氧化剂产生增加），或促氧化剂积累（表明生成增强或清除能力下降）。根据具体情境和伴随的生理数据，所获得的变化可能指示初始胁迫感知、成功的驯化或保护系统失效。
亚细胞水平分析
最后，需要认识到从整体组织测量胁迫生物标志物只能提供细胞状态的一般指示。为了更精确的评估，使用区室特异性标记进行亚细胞水平分析至关重要。氧化还原稳态在细胞器水平受到严格调控，叶绿体、线粒体和过氧化物酶体各自维持独特的氧化还原特征和抗氧化系统。荧光蛋白传感器和免疫金标记技术的最新进展允许对氧化还原过程进行更好的空间分辨率分析，揭示了即使在同一细胞类型内也存在显著的异质性。
指示干旱和热胁迫响应的分子性状
引言
生殖组织胁迫响应的分子指纹是高度动态的，涉及功能多样的基因，从胁迫感知和信号传导到转录因子、热激基因（HSGs）、跨膜转运蛋白、糖代谢酶和其他胁迫相关基因的激活。非生物胁迫触发生殖组织和器官中的多种响应途径，其基因表达谱通常不同但部分重叠。近年来，高通量测序技术和生物信息学流程的进展促进了解析生殖阶段胁迫耐受性分子机制的发展。
5.1 参与干旱和热胁迫耐受性的转录因子
转录因子（TFs）是生殖发育过程中基因表达的核心调节因子，调节胁迫响应途径和发育时间以提高胁迫下的韧性。对干旱条件下水稻小花的转录组分析鉴定出1000多个响应基因，包括83个转录因子。耐性基因型显示出包括bHLH、NAC、ERF、WRKY、MYB和GRAS在内的调控家族富集。相反，敏感品种主要激活翻译和核糖体生物发生等结构途径。
热胁迫同样破坏油菜的生殖发育。胁迫花粉和雌蕊中富集的GO术语包括“热响应”和“蛋白质折叠”，而下调基因与离子运输、碳水化合物代谢和角质层形成相关。这些模式表明跨物种存在保守的转录重编程。
consistently 牵涉胁迫的TF家族包括DREB2A、AP2/ERF、bZIP、WRKY、MYB和HSFs。值得注意的是，MYB TFs在热胁迫雌蕊中下调，但在玉米花粉中上调。热激因子如OsHsfA2a和HsfA2（水稻和番茄）是热胁迫下花粉活力的关键调节因子。
5.2 钙和ROS信号相关基因
热应激可增加环核苷酸（cAMP, cGMP），从而激活钙离子通道（环核苷酸门控通道，CNGCs），引发花粉粒中的Ca2+内流。这种内流通过激活HSFs启动热激反应（HSR），从而保护植物免受热胁迫。钙离子对于调节花粉萌发和极性生长至关重要，在萌发部位建立梯度驱动花粉管伸长。然而，胁迫下Ca2+信号基因的差异表达会破坏花粉管生长和受精。
钙信号与ROS动态紧密整合，形成一个协调网络，调节胁迫响应和生殖成功。ROS在生殖中扮演双重角色，既是损伤因子也是必需的信号分子。在热胁迫下的微孢子成熟过程中，多种APX酶同工酶在解毒ROS的同时调节基于H2O2的信号传导，从而有助于花粉管生长和耐热性。
在甘蓝型油菜中，热胁迫通过错误调节ROS相关基因损害花粉和雌蕊功能。产生ROS的NADPH氧化酶（RbohH和RbohJ）的下调，与棉子糖合成酶家族的上调同时发生，表明通过棉子糖家族寡糖生物合成产生补偿性抗氧化反应。这些发现突出了介于ROS产生、信号传导和清除之间的精细基因调控平衡，是生殖韧性的基础。在正常条件下，ROS促进花粉萌发。然而，过量的ROS会损害花粉膜，并可能诱导一些花粉粒在热胁迫下休眠，随后在较低温度下萌发，使花粉能够避开高温峰值。
5.3 防御相关调控基因
防御相关调控基因，特别是HSPs，在非生物胁迫下维持细胞完整性和生殖活力方面发挥重要作用。HSPs作为ATP依赖性分子伴侣，重新折叠变性蛋白质并防止聚集。在高温胁迫下，大麦生殖组织中Hsp70、Hsp90和Hsp100家族成员显著上调。在水稻中也报道了类似的观察结果。
晚期胚胎发生丰富（LEA）蛋白因其在干旱耐受性中的作用而被广泛认可，可在水分亏缺下稳定细胞结构和保护蛋白质功能。尽管大多数研究集中在营养组织，但转录组学和蛋白质组学数据表明它们有助于生殖阶段胁迫保护，尤其是在耐旱基因型中。
花粉的热胁迫适应涉及细胞壁组成和角质层完整性的变化。纤维素合酶基因的下调降低了花粉壁的灵活性，而蜡质生物合成调节因子在高温下维持角质层功能。还鉴定出转录抑制因子可调节花粉中的蜡质生物合成和淀粉积累，这两者对于在热胁迫下维持育性都至关重要。
与花药发育相关的基因——包括那些调节花粉壁形成和绒毡层降解的基因——在干旱下差异表达。在小麦中，干旱降低了细胞壁和液泡转化酶的活性，由于碳水化合物可用性受损而停止花粉发育。
类似地，在玉米中，雄蕊伸长阶段的干旱抑制了生长素相关基因（如小生长素上调RNA，SAUR）、光合作用相关基因以及细胞伸长相关基因（如扩张蛋白、水通道蛋白和木葡聚糖内转葡糖基酶），导致花丝伸长缓慢和花粉不育增加。这些发现表明，提高生殖组织的干旱韧性需要作物特异性策略。
5.4 次级代谢物生物合成基因
次级代谢物在保护生殖组织免受胁迫方面起主要作用。特别是类黄酮，调节ROS动态，影响花粉萌发、管生长和结构完整性。在水稻中，观察到干旱和热胁迫下参与苯丙烷、萜类以及木质素/木脂素生物合成的基因差异表达。
对耐热水稻种质SDWG005的转录组分析表明，生殖阶段热胁迫（在小穗中）显著上调了木质素和类黄酮生物合成途径中的基因，这些途径与生殖发育过程中的耐热性密切相关。
此外，对干旱条件下玉米子房组织的RNA-Seq分析鉴定出棉子糖寡糖途径中的基因上调，包括半乳糖醇合酶基因，提示具有ROS清除功能。
5.5 植物激素的生物合成
脱落酸（ABA）途径是生殖阶段胁迫响应（尤其是在干旱下）的核心调节因子。水稻品种的比较转录组研究揭示了相反的ABA生物合成基因表达，耐性品系上调关键组分，而敏感品系则显示广泛下调。热和干旱下生殖分生组织中ABA生物合成的升高进一步强调了其在花序特异性胁迫信号传导中的作用。花药中ABA升高进一步促进ROS积累和过早细胞死亡。在玉米中，干旱通过激活受精后的ABA和衰老相关信号传导触发胚胎败育。
其他植物激素，包括油菜素内酯（BRs）、生长素、细胞分裂素、赤霉素（GAs）、JA和水杨酸，也有助于生殖韧性。BRs支持耐热性和细胞稳态，而干旱抑制生长素生物合成，损害花器官发育。GA信号传导调节花药开裂，其在热胁迫下的抑制导致DELLA蛋白水平升高、JA信号传导减少和雄性不育。JA对于花药开裂同样重要，热胁迫下JA水平降低与ROS积累和育性受损相关。
5.6 可溶性碳水化合物的可用性
碳水化合物代谢支持非生物胁迫下的生殖成功。热胁迫降低了玉米雌蕊中可溶性碳水化合物的可用性和转化酶活性，限制了花粉管生长所需的能量供应。此外，由于氧化应激，柱头可授性降低。
干旱胁迫也会诱导碳水化合物缺陷。在水稻中，干旱下花粉数量和萌发减少与糖饥饿途径有关。在玉米和番茄中，碳水化合物生物合成和类黄酮水平增加与花药发育改善相关。然而，干旱诱导玉米雌蕊中cwINV和液泡转化酶基因以及糖转运基因的下调，减少蔗糖的吸收和分配。随着向胚珠的碳水化合物资源变得稀缺，编码核糖体失活蛋白和磷脂酶D的基因被激活，触发早衰。重要的是，向花补充蔗糖恢复了干旱下的产量，强调了糖代谢在生殖韧性中的主要作用。
5.7 可用于创制气候智能型作物的基因的开发利用
为应对高温对作物生产力的严重影响，育种家正在开发具有增强耐热性的品种。在水稻中，THERMOTOLERANCE 2（TT2）的功能缺失等位基因通过稳定OsWR2表达增强胁迫下的蜡质生物合成，改善耐热性。此外，NAT1是一种热诱导的核抑制因子，可下调bHLH110，调节ECERIFERUM1（CER1）和CER1-like（CER1L），这两者对于蜡质极长链烷烃的合成至关重要。NAT1还调节成熟花粉中的淀粉积累，影响育性。初步田间评估表明，NAT1编辑品系可以实现更高的结实率和谷物产量；然而，这种方法应被视为初步的，因为仍需更广泛的多地点和多季节测试来确认其稳健性。
花粉性状的基因型变异也为选择提供了机会。在番茄中，基于花粉特性鉴定了耐热基因型，而在小扁豆、大豆和棉花中也报道了类似发现。
在水稻中，从Oryza rufipogon渗入qHTH5使抽穗期热胁迫下的结实率提高了约30%，这表明这种普通野生稻可作为提高耐热性的遗传资源。类似地，源自O. officinalis的EMF20渗入系将开花提前到较凉爽的清晨，减少了热诱导的颖花不育，证明了野生稻EMF（清晨开花）等位基因在支持变暖气候下韧性育种的潜力。此外，敲除OsRbohB降低了ROS积累，改善了热胁迫下的细胞完整性、花器官发育和淀粉合成，将OsRbohB鉴定为热响应的负调节因子，是通过精确基因组编辑开发耐热水稻的候选靶点。
除了耐热性，与干旱韧性相关的基因同样重要。例如，组I LEA基因OsEm1在生殖阶段受干旱和ABA强烈诱导，其过表达增强耐旱性，使其成为基因工程的有希望的候选基因。
为减轻气候变化的影响，利用自然遗传变异并对与生殖发育相关的热和干旱相关基因应用靶向基因组编辑，以开发具有增强生殖韧性的作物至关重要。
用于监测干旱和热胁迫响应的多组学技术
过去20年来，已开发出多种策略来鉴定作物中的新胁迫标志物，包括基因组学、表观基因组学、转录组学、蛋白质组学、离子组学、代谢组学和表型组学。最近的综述强调，这种“泛组学”或多组学策略，与先进表型分析和育种相结合，是开发气候韧性作物的核心。多组学也成为剖析生殖韧性和花粉耐热性的有力方法。在此范围内，基于转录本的方法仍然是最广泛应用的方法，包括定量逆转录PCR（qRT-PCR）和微阵列等精确方法，而RNA测序（RNA-Seq）已成为最广泛采用的方法，能够并行无偏分析数千个RNA转录本，包括非编码RNA和小RNA。同时，表型组学现在范围从受控环境中的自动化成像平台到基于无人机和卫星的热感应，最近的验证研究强调了针对生理测量严格校准冠层温度指数和计算机视觉管道的重要性。
组学方法的一个主要挑战是数据的可用性和标准化有限。尽管下一代测序（NGS）、处理的表达数据、蛋白质组学、代谢组学和蛋白质结构通常存储在全局存储库中，但数据集通常不完整、注释不佳或缺乏标准化的元数据。这对于胁迫生物学尤其成问题，其中整合分析依赖于对处理、发育阶段和采样方案的一致描述。由于植物表型对环境变化会表现出显著变异，必须建立并遵循元数据描述的一致标准。
尽管广泛应用，所有组学方法都有局限性，结果必须谨慎解读。例如，全基因组测序（WGS）可能由于基因组区域覆盖不均而引入偏差。高精度测序技术与强大的生物信息学工具相结合有助于缓解这些问题。在植物中，基因复制、基因丢失和旁系同源物之间的功能冗余等额外复杂性使分析进一步复杂化。纳入多样化群体对于捕获广泛的遗传变异和避免可能误导下游解读的偏差也至关重要。将多组学与基因组选择和种质多样性相结合的方法突出了数据整合如何导致精准育种。
高质量的RNA仍然是可靠和可重复RNAseq数据的先决条件。次级代谢物如酚类、色素和碳水化合物可能干扰RNA提取和定量方案。在干旱和干燥研究中，脱水组织积累的渗透保护剂和多糖使RNA分离复杂化。多酚可以使用聚乙烯吡咯烷酮（PVP）去除，PVP通过强氢键结合酚羟基。氧化酶如多酚氧化酶和PODs可通过产生修饰核酸的醌类进一步使RNA提取复杂化。使用TRIzol和十六烷基三甲基溴化铵（CTAB）的稳健提取方案已针对难处理的植物材料进行了优化。
定量蛋白质组学的最新进展为胁迫响应的分子机制提供了更深入的见解。例如，蛋白质组学方法已被用于揭示番茄发育花粉粒中花粉热胁迫响应和乙烯介导的花粉耐热性的控制机制。蛋白质提取仍然是关键步骤，由于多糖和多酚等干扰化合物的存在而变得复杂，这些化合物可以氧化或聚集蛋白质。蛋白质组学研究的另一个挑战是它们专注于整体组织，这限制了对胁迫耐受性至关重要的低丰度蛋白质的表征。因此，需要高通量单细胞或细胞类型特异性蛋白质组学来改进胁迫标志物鉴定。此外，蛋白质组学分析不仅应评估蛋白质丰度，还应评估翻译后修饰（磷酸化、糖基化）和蛋白质-蛋白质相互作用。公共数据库中的蛋白质注释和功能信息正在稳步改进，这有助于多组学整合。
由于代谢物结构特性多样，代谢组学面临 distinct 挑战。例如，单个拟南芥种质可能包含5000多种代谢物，其中许多仍未表征。与转录组学不同，没有一种通用方法能够捕获完整的代谢组。因此，必须优化提取、分馏和检测技术以增强覆盖范围。大多数分析方法是有靶向的，覆盖具有相似性质的代谢物，因此只覆盖代谢组的一小部分，而非靶向指纹图谱技术（如核磁共振和傅里叶变换红外光谱）提供更广泛但特异性较低的见解。通过结合气相色谱或LC与MS等分离技术，并将代谢组学谱与育种计划中的基因组和表型信息整合，可以实现更广泛的覆盖。
为了全面了解植物胁迫响应并识别相关的分子性状，整合转录组学、蛋白质组学和代谢组学数据至关重要。这种多组学整合能够全面了解植物对非生物胁迫响应的复杂生物学过程，并识别参与耐受性响应的关键分子参与者。这种整体的多组学框架通过高性能方法表征和量化生物分子，提供了细胞、组织或有机体发育、功能和相互关系的详细概述。
转录组学和蛋白质组学的一个共同焦点是mRNA丰度与相应蛋白质水平之间的可变相关性。大量研究表明这两个因素之间相关性较弱，特别是在发育转换期间和胁迫条件下。例如，对复活植物Ramonda serbica的一项整合研究结合了转录组学、蛋白质组学、代谢物和光合作用测量，揭示了复水与干燥叶片中差异表达基因（DEGs）和差异丰度蛋白质（DAPs）之间的弱相关性。类似地，在番茄花粉中，发育和热胁迫期间转录组和蛋白质组适应的耦合揭示了广泛的阶段特异性调控以及RNA和蛋白质变化之间的部分一致性。这种差异可能部分反映了当前测序和蛋白质组学技术的有限灵敏度，但也表明翻译控制和翻译后修饰是胁迫响应的关键组成部分，必须通过多组学方法捕获。
结论与未来展望
本综述讨论了评估作物对单一和复合非生物胁迫韧性的关键方法（图3）。过去十年中，各种组学技术的发展也取得了显著进展，包括实现单细胞水平空间分辨率的方法。单细胞多组学正在成为揭示单个植物细胞内胁迫耐受性分子机制的重要工具，提供基因表达、染色质状态和代谢活性的细胞类型解析视图，这些可直接与发育和环境线索相关联。作为单细胞转录组学的补充，空间转录组学揭示了所选组织切片中基因表达谱的具体位置，有助于精确识别可用于提高作物产量、质量和韧性的基因和基因调控网络。细胞核分离和snRNA-Seq工作流程的方法学进展，包括改进的叶片组织方案，现在使得在更广泛的作物物种和胁迫情景中应用单细胞组学变得可行。尽管前景广阔，在植物中实现空间分辨率在技术上仍然具有挑战性，因为它需要高效分离细胞（原生质体）或细胞核同时保持其完整性。此外，生成的数据必须在细胞类型的功能注释范围内仔细情境化。另一个限制是在非模式物种中缺乏经过验证的细胞
