《Gut Microbes Reports》：Strengths and limitations of in vitro and animal models to advance understanding of human diet?microbiome interactions
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这篇综述（review）全面评估了用于探究饮食与肠道微生物组（gut microbiome）之间复杂互作的体外模型（in vitromodels）和动物模型，旨在填补人体研究（in vivohuman studies）难以实现的精细化控制空白。文章深入剖析了从简单的分批发酵（batch fermentation）到多腔室连续系统（如SHIME、TIM），再到整合宿主细胞（Caco-2）的共培养模型（如HMI、HuMiX）及动物模型（小鼠、猪、非人灵长类动物）的优势与固有局限。尽管没有系统能完美重现人体内的复杂性，但这些工具为揭示食物组分、微生物代谢及其对人类健康（human health）的影响机制提供了关键平台，并指出了整合小肠微生物、宿主免疫与神经系统等未来方向。
理解饮食如何塑造我们的肠道菌群，以及这些微小生命体如何反过来影响宿主健康，是现代生命科学的核心挑战之一。直接在人体中研究这些相互作用面临重重障碍，包括个体遗传差异、难以标准化的饮食以及活体取样的伦理与技术限制。因此，科学家们开发了一系列体外和动物模型，作为探索这一复杂“对话”的得力工具。这些模型各具特色，也各有局限，共同构成了我们认识饮食-微生物组-宿主互作网络的重要基石。
In vitromodels
体外模型通过在受控的发酵罐中模拟人体胃肠道的环境（如pH、温度、厌氧条件），接种人类肠道微生物，进而研究其对特定食物组分的代谢响应。这些模型在复杂性、成本及模拟的胃肠道区域上差异显著。
最简单的是分批发酵系统，它是单腔室、短时间（通常24-48小时）的模型，常用于高通量筛选，例如研究膳食纤维（如阿拉伯木聚糖、β-葡聚糖）的微生物降解或短链脂肪酸（SCFAs）的产生。但其无法模拟连续的营养输入和废物排出，也无法体现胃肠道沿线的生理变化。
更先进的连续发酵模型采用了多腔室设计，以模拟肠道不同区段。例如，经典的三腔室结肠模型通过三个具有不同pH值的腔室模拟近端、中部和远端结肠，允许更长时间的实验（原描述可达120天），并已用于研究微生物对氢气的利用、氨基酸代谢等。其他模型如EnteroMix系统（四腔室）、PolyFermS系统（允许平行条件测试）和微生物反应器阵列（MBRA）（支持多达48个并行反应器）则提供了更高的通量和灵活性。环境控制肠道微生物系统（ECSIM）的独特之处在于其厌氧环境由微生物自身产生的气体维持。
然而，上述模型大多仅模拟结肠发酵，缺少小肠的贡献。人类肠道微生物生态系统模拟器（SHIME）则通过五个串联腔室模拟了从十二指肠/空肠、回肠到结肠（升结肠、横结肠、降结肠）的全胃肠道过程，并加入了模拟胰液输入和宿主营养吸收的透析系统。其变体如Twin-SHIME、mucus-SHIME和Triple-SHIME进一步增强了模型的仿真度。SHIME已被广泛用于研究阿拉伯木聚糖、低聚果糖（FOS）、菊粉等多种膳食纤维与微生物组的相互作用。
TNO肠道模型（TIM）以其对蠕动的模拟而著称。TIM-1通过四个生物反应器模拟胃和小肠，并采用柔性塑料外壳模拟蠕动；TIM-2则模拟结肠。整个系统由计算机精密控制pH、酶分泌、转运时间等参数，常用于研究外源物（如药物）代谢和膳食纤维消化。
模拟胃肠道（SIMGI）是一个五腔室系统，能模拟全胃肠道，其胃腔通过水压变形模拟胃蠕动，是一大优势。而最小肠道系统（TSI）则专注于模拟小肠，并使用更小的体积，便于操作。
Host cell?microbial models
上述发酵模型的一个关键缺陷是缺乏宿主细胞成分。为此，科学家们开发了整合人类上皮细胞的共培养模型。
宿主-微生物相互作用模型（HMI）将Caco-2细胞与来自SHIME系统的细菌流出物共培养，中间由黏液层隔开，允许代谢物交换但防止细菌直接粘附上皮细胞，共培养时间可达48小时。
人类-微生物互作模型（HuMiX）由微生物、上皮细胞和灌注三个通道叠放组成，并通过氧传感器确保形成类似体内的氧梯度，从而支持包括严格厌氧菌在内的微生物生长。它已被用于研究益生菌和特定细菌与上皮细胞的互作。
肠芯片模型利用微流体技术，在持续流体剪切力和机械应力下，能使Caco-2细胞形成类似体内肠绒毛的结构，并分化出多种细胞类型。最新的研究已尝试将人类粪便微生物群落与膳食纤维（如菊粉）共培养，并考察其对上皮屏障功能的影响。
肠道类器官是由肠道干细胞衍生的三维结构，高度模拟体内上皮。通过显微注射技术将粪便细菌注入类器官腔室，为研究复杂微生物群落与人类来源上皮的互作提供了新途径，例如已用于研究低聚半乳糖（GOS）对衰老相关微生物组的影响。
Limitations of in vitromodels
尽管体外模型不断进步，但它们仍无法完全复制人体生理的多个方面。普遍存在的局限包括：缺乏宿主胆汁酸代谢与肠肝循环、缺少肠道神经系统（ENS）的贡献（后者不仅控制蠕动，还参与营养吸收和免疫调节），以及免疫成分的缺失。此外，在追求整合宿主细胞的同时，一些模型又牺牲了对复杂食物宿主消化的模拟。
Animal models
因此，动物模型仍是研究饮食-微生物组相互作用不可或缺的工具。
小鼠模型因其与人类在胃肠道生理解剖上的相对相似性、繁殖快、体型小等优点而被广泛应用。无菌小鼠和悉生小鼠是强大工具，例如，将人类粪便微生物群落移植给无菌小鼠，并饲以“西方”高脂高糖饮食，可快速引起微生物组改变并导致宿主肥胖，清晰地证明了饮食通过微生物组影响健康的因果链条。然而，小鼠与人类存在重要差异，如更大的盲肠（主要发酵场所）、更快的胃肠转运时间、更高的胃pH值，以及肠道免疫系统（如潘氏细胞抗菌肽种类）和微生物群落组成在属水平上的显著不同，尽管其功能基因谱有高度重叠。
猪模型在解剖、生理（如胃肠转运时间）和微生物组成（在门水平与人类相似，且最近基因组比较显示人与猪微生物组相似性最高）上比小鼠更接近人类，历史上就被用作膳食纤维消化模型。悉生猪也已用于研究营养不良儿童微生物组的特征。但猪的成本更高，饲养更复杂，且其后肠发酵能力远强于人类。
非人灵长类动物模型是进化上最接近人类的模型，其胃肠道解剖结构与人类更相似。长期研究表明，其对“地中海饮食”的微生物响应与人类相似，但对“西方饮食”的反应存在差异。悉生非人灵长类动物模型成本极高，应用受限。
其他动物模型如斑马鱼和果蝇，虽然与人类差异更大，但因其成本低、易于进行大规模筛选和遗传操作，在特定研究问题中仍有其价值。
Future directions
随着对人体消化和肠道微生物生理认知的更新，需要重新评估现有模型的生理准确性。未来的改进方向包括：在体外模型中整合小肠微生物群落的作用；利用“人源化”小鼠模型（如携带人类免疫系统或人类细胞色素P450的小鼠）与悉生技术结合，在更贴近人类生理的背景下研究饮食-微生物组-宿主互作；以及在高级模型中纳入胆汁酸代谢、肠道神经系统等更多宿主因素。
尽管没有任何模型系统能完美复现人体，但从简单的分批发酵器到如今复杂的多腔室整合系统，研究工具已取得了长足进步。这些模型与人体观察性研究相辅相成，将持续推动我们揭示饮食与肠道微生物组相互作用的奥秘，并最终阐明其对人类健康的影响。
