基于“双重打击”策略的包膜溶瘤病毒,可触发胃肠道肿瘤中的CD19 CAR-T疗法

《Biomaterials》:Coated Oncolytic Viruses Based “Double Strike” Strategy Triggering CD19 CAR-T Therapy in Gastrointestinal Tumors

【字体: 时间:2026年03月20日 来源:Biomaterials 12.9

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  本研究开发了一种整合系统Epv@CMP,通过溶瘤腺病毒递送双特异性抗体αCD3e-αEpCAM并利用B细胞膜融合增强肿瘤特异性抗原CD19表达,有效激活肿瘤免疫微环境,显著提升CD19 CAR-T细胞对结直肠癌和胃癌的抑制效果。

  
张浩宇|文凯琪|刘涛|张叶倩|杨旭鹏|张海林|王宏业|左曙光|郑娇娇|耿海刚|白龙|王行刚|倪波|王书昌|董中毅|向霞|张子珍
上海交通大学医学院仁济医院胃肠外科,中国上海200120

摘要

嵌合抗原受体T(CAR-T)细胞疗法在实体瘤中的疗效受到稳定抗原靶点稀缺的限制。为了提高CAR-T细胞对实体瘤的免疫治疗效果,我们开发了一种集成系统,该系统同时为CAR-T细胞引入表面抗原靶点,并利用溶瘤腺病毒(OVs)重塑免疫抑制性的肿瘤微环境(TIME)。该系统利用B细胞膜衍生的CD19作为肿瘤细胞上的人工抗原靶点,实现了αCD3e-αEpCAM双特异性T细胞结合剂(BiTEs)的原位生成,进一步增强了CD19 CAR-T细胞对癌细胞的结合能力和细胞毒性。在结直肠癌(CRC)和胃癌(GC)模型中评估了Epv@CMP的“双重打击”治疗潜力,无论是单独使用还是与CD19 CAR-T细胞联合使用。我们设计了一种慢病毒递送系统(Epv@CMP),它将肿瘤细胞膜与B细胞膜结合在一起。慢病毒经过基因改造,在肿瘤细胞中表达双特异性抗体(αCD3e-αEpCAM),旨在增强病毒在肿瘤中的积累和免疫治疗的疗效。Epv@CMP在体内表现出高效的肿瘤特异性递送和强烈的病毒复制能力,导致肿瘤消退和免疫激活。同时证实了成功的CD19靶点锚定。Epv@CMP与CD19 CAR-T细胞的联合使用在小鼠模型中有效消除了肿瘤。总体而言,Epv@CMP代表了一种新的协同策略,将溶瘤病毒疗法与CAR-T细胞免疫疗法相结合,以实现有效的肿瘤清除和免疫激活。

引言

嵌合抗原受体(CAR)-T细胞疗法已成为癌症免疫治疗的重大进展,其中从患者体内提取的T细胞经过基因工程改造,表达合成受体,从而能够特异性识别和消除肿瘤细胞。CAR-T细胞的治疗效果很大程度上取决于它们有效进入并渗透肿瘤微环境的能力,以及它们特异性识别恶性细胞上表达的肿瘤相关抗原的能力。1, 2, 3 最初,肿瘤相关抗原(TAAs)被用作CAR-T细胞的靶点;然而,这些靶点在肿瘤内外的效应往往导致严重的毒性。例如,针对CEA的CAR-T细胞引起了显著的暂时性结肠炎,5 而针对MART-1的CAR-T细胞则导致了皮肤、眼睛或耳朵的损伤,6 这主要是由于这些TAAs在重要正常组织中的表达。随后,肿瘤特异性抗原(TSAs)被探索作为替代靶点,但天然存在的TSAs相对较少且难以识别。尽管CAR-T细胞疗法在治疗血液系统恶性肿瘤方面取得了显著成功,但由于稳定抗原靶点的稀缺以及高度免疫抑制性的肿瘤微环境(TIME),其在实体瘤中的应用仍然有限。4
手动递送抗原靶点已被证明能够被CAR-T细胞有效识别。7, 8 细胞表面工程技术已成为改变细胞相互作用和表型的强大工具。可以使用不同的功能分子来赋予细胞表面新的形态,如生物正交化学基团、9 聚合物、10, 11, 12 纳米颗粒、13, 14 蛋白质/肽、15, 16 或核酸。17 已经开发了多种方法,如共价结合、静电功能化、疏水插入、生物分子识别和基因工程等,以改进这一过程。18, 19 由于B细胞膜上高水平的CD19表达,使其成为CAR-T治疗的理想靶点,因此通过膜融合将B细胞膜包覆到肿瘤细胞上可能是一种增强CAR-T细胞对胃肠道肿瘤治疗效果的有前景的方法。已经探索了几种策略来增强CAR-T细胞疗法并激活肿瘤微环境。20, 21, 22, 23, 24, 25 这些策略包括细胞因子组合(IL-10、IL-15、IL-23、IL-36γ)、26, 27, 28, 29 免疫检查点抑制剂(ICIs)30, 31, 32 和T细胞结合剂疗法。33, 34 溶瘤病毒(OVs)通过选择性感染肿瘤细胞并激活肿瘤微环境而具有独特优势。35, 36, 37, 38 具体而言,OVs的基因编辑使得包含细胞因子、39, 40, 41 双特异性T细胞结合剂(BiTEs)和ICIs的多组分疗法成为可能。BiTEs通过将肿瘤抗原与T细胞受体连接起来,在治疗B细胞恶性肿瘤方面取得了成功。42, 43 尽管溶瘤病毒(OVs)与CAR-T疗法的结合具有相当大的治疗潜力,但其临床应用目前受到系统给药相关挑战的限制——特别是预先存在或快速产生的针对OV的抗体,这主要限制了其仅能在肿瘤内注射的使用。44, 45, 46, 47, 48, 49 为了改善OVs的递送,细胞膜包覆策略显示出希望。肿瘤细胞膜具有同源靶向能力,可以增强肿瘤内的OVs递送,尤其是对于静脉注射而言。50, 51
在本研究中,我们通过将αCD3e-αEpCAM武装的溶瘤腺病毒(Adv-αCD3e-αEpCAM,Epv)封装在由B细胞和癌细胞共同形成的融合膜中(Epv@CM),并通过在PEG长链上添加谷胱甘肽(GSH)响应的二硫键(PEG-SS-PEG)修饰融合膜,创建了Epv@CMP,从而改善了肿瘤递送和治疗效果。BiTEs αCD3e-αEpCAM将T细胞与肿瘤细胞连接起来,同时将B细胞膜整合到肿瘤细胞表面,提供了CD19,形成了“双重打击”策略,促进了CD19 CAR-T的干预作用。我们发现,Epv@CMP治疗胃肠道肿瘤时进一步激活了肿瘤微环境,通过三重靶向和激活机制,Epv@CMP与CD19 CAR-T细胞的联合使用能够实现更优的治疗效果。

Epv@CMP的制备和表征

首先,通过将相应的表达片段插入基因组中,生成了基因编辑的溶瘤腺病毒Epv(图1a)。形成了人源化和鼠源化的αCD3e-αEpCAM表达的Epv,并进行了鉴定。使用αHis标签抗体通过酶联免疫吸附测定(ELISA)分析检测到了融合抗体的表达(图1b)。图1c和图S1a显示了未改造的溶瘤腺病毒与Epv@CMP在体外细胞毒性方面的相似性。

结论

总之,我们证明了Epv@CMP能够有效靶向肿瘤,并将Adv-αCD3e-αEpCAM和CD19-CAR靶点递送到肿瘤细胞。Epv@CMP具有包含B细胞和特定癌细胞来源的融合膜以及负载在外膜上的PEG-SS-PEG的“斗篷”。Adv-αCD3e-αEpCAM通过基因编辑获得,并装载到“斗篷”中,形成了一个完整的治疗单元。Epv@CMP能够特异性靶向肿瘤细胞,并增强病毒介导的肿瘤细胞毒性。

细胞系

本研究中使用的细胞系包括小鼠来源的MC38(小鼠结肠癌细胞)、CT26(小鼠结肠癌细胞)、MFC(小鼠前胃癌细胞)、BA/F3(小鼠原代B细胞)、Hep53.4(小鼠肝癌细胞),以及人类细胞系raji(人类伯基特淋巴瘤细胞)、K562(人类白血病细胞)、MKN45(人类胃癌细胞)、HCT116(人类结肠癌细胞)、GM12878(人类B淋巴细胞)和293T(人类胚胎肾细胞)。所有细胞系均

CRediT作者贡献声明

张浩宇:撰写 – 审稿与编辑、撰写 – 初稿、方法学、研究、数据管理、概念化。耿海刚:概念化。张子珍:撰写 – 审稿与编辑、撰写 – 初稿、可视化、监督、方法学、资金获取、概念化。白龙:研究。左曙光:监督。郑娇娇:验证、研究。张海林:资金获取。王宏业:概念化。董中毅:撰写 –

支持信息

支持信息可从Wiley在线图书馆或作者处获得。

利益冲突

作者声明没有利益冲突。

数据可用性声明

支持本研究结果的数据可根据合理请求向相应作者获取。

竞争利益声明

作者声明没有竞争利益。

致谢

张浩宇、文凯琪和刘涛对本工作做出了同等贡献。本研究得到了国家自然科学基金(82103510、82303428、82473077、82473065、82102895)、仁济医院的孵化基金(RJTJ22-MS-025)以及上海癌症研究所基金(zz-GZR-22-03、SB21-16)的财政支持。
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