综述：先天免疫机制影响着植物病毒通过昆虫媒介的持续传播

《New Plant Protection》：Innate immunity shapes the persistent transmission of plant viruses by insect vectors

　　摘要

依赖昆虫媒介进行持续传播的植物病毒在全球范围内广泛存在，并对农作物造成严重的产量损失。通过长期的共同进化，这些病毒及其昆虫媒介发展出了复杂的相互作用，以维持媒介适应性与高效病毒传播之间的平衡。此外，越来越多的证据表明，先天免疫系统在调节这些复杂相互作用中起着关键作用。在这篇综述中，我们重点介绍了病毒与媒介相互作用的两个关键方面：（1）持续传播的病毒利用宿主因子来克服传播障碍；（2）分子识别触发抗病毒免疫以及随后的病毒防御机制。阐明这些病毒-媒介相互作用为开发新的策略以中断病毒传播周期提供了重要见解。

1 引言

由植物病毒引起的植物疾病对全球农业构成了严重威胁，导致作物产量和质量的显著下降。据估计，病毒性疾病每年给全球经济造成的损失高达300亿美元。迄今为止，已报告了2000多种植物病毒（https://ictv.global/vmr），其中约80%由昆虫媒介传播。这些媒介主要是刺吸式昆虫，它们在取食过程中对植物细胞的损害较小，这有助于病毒从昆虫的刺吸器中释放并建立初次感染。此外，植物病毒依赖昆虫媒介从一个植物传播到另一个植物。因此，刺吸式昆虫大大加速了病毒性疾病的爆发和流行。

根据传播方式，昆虫传播的植物病毒可以分为三类：非持续性、半持续性和持续性（非增殖型或增殖型）。在非持续性和半持续性传播中，植物病毒在昆虫的刺吸器内或前肠表面停留的时间从几分钟到几天不等。相比之下，持续传播的植物病毒在其昆虫媒介中经历了更为复杂的感染过程。这些病毒必须从消化道进入肠上皮细胞，通过血淋巴扩散到各种组织，并最终从唾液腺释放到新的宿主植物中。目前，54%的昆虫传播植物病毒以持续方式传播。在持续感染过程中，一系列复杂的病毒-昆虫相互作用促进了病毒的积累和传播，影响了媒介的适应性，并激活或抑制了媒介的免疫反应。这些相互作用决定了病毒和昆虫媒介的长期共存，影响了病毒的传染性和传播效率以及昆虫的抗病毒免疫。

持续传播的植物病毒可以激活昆虫的抗病毒免疫反应，这对抵抗病毒感染起着至关重要的作用。RNA干扰（RNAi）是一种保守的免疫途径，最初在果蝇中被发现为对抗病毒的机制，随后在其他传播植物病毒的昆虫媒介中也得到了报道。此外，在植物病毒感染期间，其他先天免疫途径如Toll、Jun N-末端激酶（JNK）、Janus激酶/信号转导子和转录激活因子（JAK/STAT）以及prophenoloxidase（PPO）途径也可以被激活，表明昆虫媒介具有复杂而协调的防御系统。为了维持持续感染，植物病毒进化出了多种策略来减弱这些免疫反应。因此，昆虫的抗病毒免疫在平衡病毒传播和媒介适应性方面起着重要作用。在这里，我们总结了关于植物病毒与其昆虫媒介之间相互作用的最新研究发现，以及抗病毒免疫反应在持续病毒传播中的作用。此外，我们还讨论了未来可能的研究方向，以填补当前知识上的空白。理解这些相互作用和免疫调节网络将有助于开发通过阻断病毒传播和抑制其在昆虫媒介中的发展来控制疾病的绿色农药。

2 持续传播过程中植物病毒与昆虫媒介之间的相互作用

植物病毒的非持续性和半持续性传播依赖于病毒蛋白与媒介蛋白在刺吸器或前肠区域的相互作用。相比之下，持续传播的植物病毒需要突破多个障碍——如消化道、血淋巴和唾液腺——以便在其昆虫媒介内复制和传播。为了完成感染周期，病毒利用多种宿主因子来克服这些障碍（表1）。这些相互作用对植物病毒在田间的长期存在具有重要的流行病学意义。

表1. 植物病毒与昆虫媒介在克服传播障碍方面的相互作用

| 植物病毒 | 昆虫媒介 | 病毒蛋白 | 宿主因子 | 组织障碍/位置 | 参考文献 |
|---------|---------|---------|---------|---------|---------|
| 水稻条纹病毒（RSV）| Laodelphax striatellus | 核衣壳蛋白 | 糖转运蛋白6 | 中肠 | 32 |
| | | | | | |
| | | | Flotillin 2 | 中肠 | 34 |
| | | | 糖蛋白NSvc2 | 未知受体 | 中肠 | 35 |
| | | | 非结构蛋白3 | α-微管蛋白2 | 中肠/唾液腺 | 36 |
| | | | 核衣壳蛋白 | 角质蛋白 | 血细胞 | 37 |
| | | | 进口蛋白α2 | 唾液腺 | 46 |
| | | | 核衣壳蛋白 | 出口蛋白6 | 唾液腺 | 47 |
| | | | 核衣壳蛋白 | 卵黄生成蛋白 | 卵巢/血细胞 | 58, 59 |
| | | | Rab1 | 卵巢 | 60 |
| | | | 水稻矮缩病毒（RDV）| Nephotettix cincticeps | P2 | 未知受体 | 细胞系 | 39, 40 |
| | | | Pns10 | Tropomodulin | 中肠 | 27, 29 |
| | | | P2 | 共生细菌Sulcia | 卵巢 | 61 |
| | | | P2 | 卵黄生成蛋白/Rab5 | 唾液腺 | 53, 54 |
| | | | 南方水稻黑条矮缩病毒（SRBSDV）| Sogatella furcifera | P7-1 | Actin | 中肠 | 30 |
| | | | 水稻瘤矮缩病毒（RGDV）| Recilia dorsalis | Pns11 | Actin | 唾液腺 | 48 |
| | | | P8 | 肽聚糖硫酸酯 | 精子 | 56 |
| | | | 番茄黄化曲叶病毒（TYLCV）| Bemisia tabaci | 衣壳蛋白 | Cubilin/Amnionless | 中肠 | 42 |
| | | | 复制相关蛋白 | 增殖细胞核抗原 | 唾液腺 | 50 |
| | | | 衣壳蛋白 | 卵黄生成蛋白 | 卵巢 | 57 |
| | | | 大麦黄条花叶病毒（BYSMV）| Laodelphax striatellus | 核蛋白 | 未知受体 | 后肠 | 51 |
| | | | P6 | COP9信号体亚基5 | 中枢神经系统 | 52 |
| | | | 番茄斑萎病毒（TSWV）| Frankliniella occidentalis | 糖蛋白N | 内皮结构糖蛋白/Cyclophilin | 中肠 | 44, 45 |

昆虫消化道是病毒感染的第一个瓶颈，被认为是许多病毒媒介能力的关键决定因素。许多研究报道了植物病毒克服昆虫消化道屏障的机制。例如，植物呼肠孤病毒编码非结构蛋白，形成能够穿过中肠上皮进入肠腔的管状结构。这些特殊结构还可以从受病毒感染的中肠上皮细胞穿过基底膜到达昆虫媒介的内脏肌肉组织。在此过程中，呼肠孤病毒管状结构利用肌动蛋白-肌球蛋白复合体作为运动系统来穿越中肠膜屏障。此外，一些病毒通过直接与昆虫消化道中的媒介蛋白相互作用来实现初次感染。例如，水稻条纹病毒（RSV）的核衣壳蛋白与糖转运蛋白6的相互作用促进了RSV在中肠上皮细胞中的感染，而利巴韦林通过靶向糖转运蛋白6来抑制病毒传染性。此外，据报道，飞虱的Flotillin 2通过与RSV核衣壳蛋白在细胞膜上的相互作用介导RSV进入中肠上皮细胞。此外，RSV编码的糖蛋白NSvc2作为辅助成分，帮助病毒克服中肠屏障并促进病毒颗粒从内体释放到细胞质中。飞虱的α-微管蛋白2和角质蛋白CPR1也被确定为RSV水平传播的关键因素。最近的研究表明，植物miRNAs在细胞外囊泡中富集，随后被运输到昆虫中肠上皮细胞，在那里它们调节Laodelphax striatellus中的RSV感染。此外，水稻矮缩病毒（RDV）通过病毒衣壳蛋白P2与细胞受体结合，通过网格蛋白介导的内吞作用进入昆虫细胞，并通过P2诱导的宿主细胞膜融合促进病毒传播。同样，番茄黄化曲叶病毒（TYLCV）的衣壳蛋白与两种白粉虱蛋白（cubilin和amnionless）相互作用，通过网格蛋白介导的内吞作用穿过顶端膜。随后，早期内体和管状内体网络参与TYLCV在白粉虱中肠上皮细胞内的细胞内运输。此外，植物 Bunyavirus番茄斑萎病毒（TSWV）利用其糖蛋白Gn来介导病毒附着，几种其他蓟马蛋白与Gn相互作用，促进TSWV在媒介组织中的感染和传播。

持续传播的病毒必须感染唾液腺才能成功传播到植物宿主。这些病毒采用多种策略来克服这一障碍。例如，RSV核衣壳蛋白与飞虱进口蛋白α2和肽聚糖硫酸酯的结合有助于RSV进入唾液腺。RSV核衣壳蛋白还可以与出口蛋白6相互作用，将病毒颗粒运输到外泌体中，从而克服飞虱唾液腺的屏障。水稻瘤矮缩病毒（RGDV）利用病毒诱导的纤维通过类似内吞的作用穿过顶端质膜进入唾液腺腔。同样，网格蛋白介导的内吞作用和早期内体介导TYLCV从血淋巴进入初级唾液腺。此外，TYLCV编码的复制相关蛋白与增殖细胞核抗原相互作用，在白粉虱的唾液腺中建立适合病毒复制的环境。此外，大麦黄条花叶病毒（BYSMV）最初感染后肠上皮，然后扩散到血淋巴和唾液腺。同时，BYSMV还可以感染飞虱的中枢神经系统。病毒的辅助蛋白P6直接靶向COP9信号体亚基5（LsCSN5），抑制昼夜节律蛋白TIM的降解，增强昆虫的运动活性并促进病毒传播。此外，RDV的P2与Rab5相互作用，将病毒颗粒包装到外泌体中，介导病毒从昆虫媒介到植物宿主的水平传播。RDV还可以劫持媒介的卵黄生成蛋白（Vg），通过外泌体释放途径将其运输到水稻植物中，从而抑制水稻植物中的H2O2爆发并促进病毒传播。

除了水平传播到植物宿主外，一些植物病毒还可以通过昆虫媒介的生殖系统传播给后代。这种垂直传播主要发生在病毒进入卵巢或睾丸时，已经阐明了克服垂直传播屏障的机制。例如，RGDV编码的非结构蛋白Pns11形成管状结构，病毒利用这些结构穿过叶蝉的微绒毛进入卵细胞，从而完成垂直传播。此外，RGDV编码的衣壳蛋白P8与肽聚糖硫酸酯的相互作用有助于RGDV与精子结合进行父系传播。此外，另外两种病毒TYLCV和RSV的衣壳蛋白也与昆虫Vg相互作用，轻松克服卵鞘传播屏障。最近的研究发现，RSV核衣壳蛋白与飞虱Rab1蛋白相互作用，有助于维持媒介后代存活与病毒垂直传播之间的平衡。此外，共生微生物也参与了植物病毒的垂直传播。例如，RDV利用共生细菌作为载体来促进其向昆虫后代的传播。RDV、共生病毒和精子特异性丝氨酸蛋白HongrES1之间的直接相互作用进一步促进了病毒的父系传播。

3 昆虫媒介中病毒诱导的先天免疫

一旦进入昆虫媒介，植物病毒可以触发先天免疫反应，这些反应在调节持续病毒传播中起着关键作用。昆虫媒介的先天免疫系统主要包括RNAi、Toll、免疫缺陷（IMD）、JAK/STAT、丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）和蛋白激酶C（PKC），以及黑化、自噬、凋亡和泛素-蛋白酶体系统（UPS）等过程（图1）。这些免疫途径通过病毒与其昆虫媒介之间的进化竞争，帮助维持媒介适应性与持续病毒传播之间的平衡。

图1. 天然免疫系统在病毒-媒介相互作用中的作用示意图。当植物病毒持续感染昆虫媒介时，会引发多种免疫反应。这一过程涉及复杂的先天免疫系统，包括RNA干扰（RNAi）、Toll、免疫缺陷（IMD）、Janus激酶/信号转导子和转录激活因子（JAK/STAT）、丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）、蛋白激酶C（PKC）途径、黑化、自噬、凋亡和泛素-蛋白酶体系统（UPS）。这些免疫反应可以相互整合和调节，抑制或促进病毒感染和传播。为了对抗这些抗病毒免疫反应，植物病毒编码多种蛋白质来劫持宿主蛋白，操纵媒介的免疫反应。这种竞争维持了媒介适应性与病毒传播之间的动态平衡。

3.1 RNAi途径

RNAi途径是一种进化上保守的抗病毒免疫机制，可以通过植物病毒的复制来激活，以控制昆虫媒介中的病毒积累。例如，多种水稻病毒在其载体中的复制会诱导小干扰RNA（siRNAs）的积累，这些siRNAs可以直接靶向病毒基因组序列进行降解。15, 17, 63, 64 干扰参与siRNA途径的基因会显著促进病毒积累，并伴随昆虫死亡率的增加。15, 17 此外，siRNA途径还可以调节病毒在昆虫中肠上皮中的初始感染，并影响特定载体的传播。17 尽管参与RNAi途径的基因对L. striatellus中的RSV感染没有反应，但干扰病毒NS2的表达会增加AGO2的表达并降低病毒载量。16, 65, 66 而且，RSV基因组RNA1片段的3′-末端延伸通过抑制病毒启动子活性来抑制病毒复制，而内源性昆虫microRNA miR-263a则靶向这一延伸序列以减少其抑制作用。67, 68 此外，转录因子YY1和RSV衍生的小RNA vsR-3397会负调控miR-263a的转录，从而抑制RSV复制。69 最近的一项研究表明，两种富集在细胞外囊泡中的水稻miRNAs可以转移到昆虫中肠细胞中，并对植虱载体中的RSV感染产生多种影响。38 此外，RSV还可以劫持RISC复合体的组件3启动子来降解miRNAs的前体，从而促进病毒复制和传播。

3.2 Toll和IMD途径

Toll途径在多种昆虫载体中已被广泛研究，用于病毒识别和抗病毒免疫反应。71, 72 同时，病毒也进化出了多样且复杂的防御策略来削弱Toll介导的免疫。例如，在L. striatellus中，Toll受体通过与RSV NP直接相互作用来激活下游免疫反应。抑制Toll会增加病毒载量并导致昆虫死亡率升高。73 转录因子Dorsal调节目标基因锌指蛋白708（ZN708）的表达，该蛋白介导多种针对RSV感染的下游免疫反应。相反，病毒的非结构蛋白NS4与MSK2激酶竞争性结合LsDorsal，这种竞争性结合抑制了LsDorsal的磷酸化，从而削弱了宿主的抗病毒防御。19 此外，RSV的非结构蛋白NS3通过劫持细胞因子信号抑制剂5（LsSOCS5）来减弱Toll免疫反应，促进LsPellino的降解，而LsPellino与LsTube相互作用并参与Toll免疫途径。20 在另一种植虱Sogatella furcifera中，南方水稻黑条矮病毒（SRBSDV）的感染会激活Toll受体（Toll7和Toll8）的表达，并诱导产生抗菌肽defensin，后者直接结合病毒颗粒以发挥抗病毒作用。然而，病毒管状蛋白P7-1通过促进MYD88的泛素化和降解来抑制defensin的产生，从而对抗Toll介导的免疫反应。18 此外，SRBSDV的P8通过结合Pelle激酶来抑制Toll信号传导，并调节Toll信号传导与外周嗅觉系统之间的相互作用。这种调控机制改变了昆虫载体对病毒的偏好，促进了病毒的持续传播。74 此外，Toll诱导的抗病毒myxovirus抵抗类似（MxL）蛋白通过招募E3泛素连接酶来促进病毒衣壳蛋白的降解，而RGDV的Pns11蛋白通过阻断Dorsal的核转运来抑制MxL1的表达，从而抑制RSV复制。69 最近的研究还发现，两种富含在细胞外囊泡中的水稻miRNAs可以转移到昆虫中肠细胞中，并对植虱载体中的RSV感染产生多种影响。38 此外，RSV还可以劫持RISC复合体的组件3启动子来降解miRNAs的前体，从而促进病毒复制和传播。

3.2 Toll和IMD途径

Toll途径在多种昆虫载体中已被广泛研究，用于病毒识别和抗病毒免疫反应。71, 72 病毒也进化出了多样且复杂的防御策略来削弱Toll介导的免疫。例如，在L. striatellus中，Toll受体通过与RSV NP直接相互作用来激活下游免疫反应。抑制Toll会增加病毒载量并导致昆虫死亡率升高。73 转录因子Dorsal调节目标基因锌指蛋白708（ZN708）的表达，该蛋白介导多种针对RSV感染的下游免疫反应。相反，病毒的非结构蛋白NS4与MSK2激酶竞争性结合LsDorsal，这种竞争性结合抑制了LsDorsal的磷酸化，从而削弱了宿主的抗病毒防御。19 此外，RSV的非结构蛋白NS3通过劫持细胞因子信号抑制剂5（LsSOCS5）来减弱Toll免疫反应，促进LsPellino的降解，而LsPellino与LsTube相互作用并参与Toll免疫途径。20 在另一种植虱Sogatella furcifera中，南方水稻黑条矮病毒（SRBSDV）的感染会激活Toll受体（Toll7和Toll8）的表达，并诱导产生抗菌肽defensin，后者直接结合病毒颗粒以发挥抗病毒作用。然而，病毒管状蛋白P7-1通过促进MYD88的泛素化和降解来抑制defensin的产生，从而对抗Toll介导的免疫反应。18 此外，SRBSDV的P8通过结合Pelle激酶来抑制Toll信号传导，并调节Toll信号传导与外周嗅觉系统之间的相互作用。这种调控机制改变了昆虫载体对病毒的偏好，促进了病毒的持续传播。74 此外，Toll诱导的抗病毒myxovirus抵抗类似（MxL）蛋白通过招募E3泛素连接酶来促进病毒衣壳蛋白的降解，而RGDV的Pns11蛋白通过阻断Dorsal的核转运来抑制MxL1的表达，从而抑制RSV复制。69 最近的研究还发现，两种富集在细胞外囊泡中的水稻miRNAs可以转移到昆虫中肠细胞中，并对植虱载体中的RSV感染产生多种影响。38 此外，RSV还可以劫持RISC复合体的组件3启动子来降解miRNAs的前体，从而促进病毒复制和传播。

3.3 JAK/STAT途径

JAK/STAT途径是一种高度保守的免疫信号级联反应，在昆虫的抗病毒防御中起着关键作用。87 在Drosophila melanogaster中，感染无脊椎动物虹彩病毒6会激活JAK/STAT信号传导，并诱导分泌蛋白TotA的表达，该蛋白通过调节免疫反应或干扰病毒复制来抵御病毒感染。81 它还可以被蟋蟀麻痹病毒激活，以诱导蚊子细胞产生抗菌肽（AMPs）。83 在虾中，Toll和IMD途径通过诱导多种AMPs的表达来调节白斑综合征病毒（WSSV）的感染，而WSSV也可以劫持这两条途径来促进自身的复制。84, 85 然而，在L. striatellus中干扰imd基因对RSV积累没有显著影响，这表明IMD途径可能是通过尚未明确的机制间接增强免疫防御，而不是直接针对病毒。

3.3 JAK/STAT途径

JAK/STAT途径是一种高度保守的免疫信号级联反应，在昆虫的抗病毒防御中起着关键作用。87 在Drosophila melanogaster中，感染无脊椎动物虹彩病毒6会激活JAK/STAT信号传导，并诱导分泌蛋白TotA的表达，该蛋白通过调节免疫反应或干扰病毒复制来抵御病毒感染。88 在Aedes aegypti中，抑制JAK/STAT途径的正向调节因子会增加病毒载量，而抑制负向调节因子则会减少病毒载量，这支持了其在抗病毒免疫中的作用。89 在白粉虱Bemisia tabaci中也报告了类似的抗病毒效应。感染TYLCV会激活JAK/STAT信号传导，并诱导下游效应基因BtCD109-2和BtCD109-3的表达，这些基因具有抗病毒活性。然而，TYLCV通过其外壳蛋白直接结合STAT来抑制JAK/STAT信号传导，从而阻止其核转运和抗病毒效应因子的激活。这种抑制作用促进了病毒传播，但损害了宿主的存活率和繁殖能力，在白粉虱的适应性和病毒传播之间达到了微妙的平衡。24 在植虱L. striatellus中，RSV和RBSDV都会激活JAK/STAT途径，从而调节其下游目标LsSOCS5的表达，后者参与细胞凋亡并促进病毒在宿主中肠和唾液腺中的感染。23 在Recilia dorsalis中，最近的研究表明Dome受体可以直接识别RGDV的外壳蛋白P8，激活JAK/STAT信号传导并诱导下游抗病毒因子viperin的产生。RGDV的Pns11进一步通过与STAT竞争性结合来抑制viperin的表达，阻止其磷酸化和核转运。90 类似地，Dome还能识别水稻条纹花叶病毒（RSMV）编码的糖蛋白，并激活下游抗病毒效应因子RdIE1的表达。RdIE1通过抑制病毒大聚合酶的RNA结合活性来抑制病毒复制。91

3.4 MAPK和PKC途径

MAPK信号级联反应在昆虫载体中植物病毒的持续传播中起着关键作用。BYSMV感染会激活植虱中的MAPK级联反应，MAPK级联反应的组成部分ERK通过直接相互作用磷酸化病毒核蛋白（N），从而影响N的自我相互作用和N–RNA复合物的组装，最终抑制BYSMV感染。92 此外，RSV感染通过病毒NP与G蛋白途径抑制剂2（GPS2）之间的相互作用激活JNK信号途径，这种相互作用缓解了JNK激活的抑制，促进了L. striatellus中的病毒传播。21 类似地，SRBSDV感染也会刺激JNK信号途径，并诱导肠道上皮细胞中的自噬。22 此外，TYLCV CP与磷脂乙醇胺结合蛋白（PEBP）之间的相互作用会抑制MAPK信号级联反应，并增强病毒诱导的细胞凋亡，导致白粉虱中的病毒载量增加。93 PKC途径也参与昆虫的抗病毒免疫。激活蛋白激酶C1（RACK1）的受体通过激活PKC信号途径来抑制RBSDV的积累，而RBSDV的P10通过改变RACK1的亚细胞定位来阻止这一途径的激活。94

3.5 黑化反应

黑化反应是一种对抗病原体感染的保守防御机制，主要发生在昆虫的血淋巴中。95, 96 RSV感染会激活PPO途径，其中酶原PPO通过丝氨酸蛋白酶级联反应转化为活性酚氧化酶（PO），PO催化的黑色素会严重破坏血淋巴中的病毒稳定性。RSV的NS3通过抑制PPO的切割能力来阻止PO的活性，从而确保病毒在植虱载体中的稳定性。25 类似地，RSMV的N直接与PPO相互作用，抑制其蛋白水解为活性PO，从而抑制血淋巴中的黑化反应，最终促进病毒在叶蝉载体中的持续传播。97 最近的研究表明，其他病原体也可以抑制黑化反应，以促进在R. dorsalis中的持续传播。

3.6 自噬

自噬是一种重要的抗病毒反应，通过溶酶体降解途径清除各种病原体。TYLCV激活自噬途径，有效抑制病毒在白粉虱载体中的复制和传播。98 类似地，RBSDV感染也可以在L. striatellus中诱导自噬。病毒的结构蛋白P10通过与GAPDH的特异性相互作用促进甘油醛-3-磷酸脱氢酶（GAPDH）的磷酸化，从而触发其从细胞质转移到细胞核并激活自噬，以抑制RBSDV感染。99 然而，一些植物病毒进化出了利用自噬来促进病毒在昆虫载体中复制和传播的策略。例如，RGDV诱导自噬体的形成，这些自噬体作为病毒颗粒的载体，帮助它们克服组织屏障，促进病毒在叶蝉载体中的持续传播。100, 101 此外，RGDV的衣壳蛋白P2通过与GAPDH的相互作用诱导自噬体的形成，防止它们与溶酶体融合进行降解，从而促进病毒在昆虫载体中的持续感染。102 另外，弹状病毒RSMV可以通过RSMV核蛋白N与RGDV Pns11的相互作用，利用RGDV诱导的自噬体在共感染的叶蝉载体中组装有包膜的病毒颗粒。102 最近的研究表明，RSMV的M蛋白可以拮抗病毒G蛋白在昆虫载体中诱导的自噬抗病毒反应。104 此外，SRBSDV的非结构蛋白P7-1通过与BCL2相互作用蛋白3（BNIP3）的相互作用来抑制线粒体，从而促进SRBSDV在S. furcifera中的持续感染。105 SRBSDV的P10还通过与宿主溶酶体相关膜蛋白1（BNIP3）的相互作用来抑制自噬体的融合，从而促进病毒在肠道上皮细胞中的持续感染。102 另一种水稻病毒RBSDV可以通过病毒衣壳蛋白P10劫持磷脂酰肌醇3,5-二磷酸（PtdIns(3,5)P2）来逃避自噬降解，从而促进其在载体L. striatellus中的传播。

3.7 细胞凋亡

细胞凋亡是一种程序性细胞死亡形式，可以防止病毒感染并限制病毒在许多宿主中的传播。107, 108 然而，一些植物病毒进化出了利用细胞凋亡来促进其在昆虫载体中的复制和传播的策略。TYLCV感染会上调白粉虱中参与细胞凋亡反应的caspase基因的表达。抑制这些基因会显著减少病毒载量，而激活细胞凋亡则会增加病毒积累。109 TYLCV还可以通过诱导caspase依赖性的细胞凋亡神经退化来操纵白粉虱的取食行为，从而促进其在植物群体中的传播。110 在Nilaparvata lugens中，水稻皱缩矮病毒（Ragged stunt virus）的感染会以caspase依赖的方式诱导唾液腺细胞中的细胞凋亡，抑制细胞凋亡会显著减少病毒传播。111 类似地，RGDV的Pns11蛋白通过靶向线粒体来诱导caspase依赖性的细胞凋亡反应，从而促进病毒在叶蝉载体中的感染。112 细胞凋亡还受到JAK/STAT途径的调节，促进病毒在昆虫中肠和唾液腺中的持续感染。23 相反，RSV利用importin α1–3蛋白进行核转运，并在L. striatellus中激活具有抗病毒效果的细胞凋亡反应。113 此外，TYLCV CP与宿主PEBP4相互作用，平衡细胞凋亡和自噬，从而在不损害载体存活的情况下维持病毒载量。93 RGDV还可以利用病毒Pns11与电压依赖性阴离子通道1（BNIP3）的相互作用来平衡细胞凋亡和自噬，从而促进病毒在叶蝉载体中的持续传播。

3.8 泛素-蛋白酶体系统

泛素-蛋白酶体系统（UPS）在控制病毒感染中起着关键作用，通过靶向多种病毒蛋白进行降解。在L. striatellus中，RSV感染可以激活UPS介导的抗病毒反应，干扰UPS相关基因的表达会显著增加病毒载量。115, 116 病毒还可以通过劫持26S蛋白酶体来进一步削弱宿主的防御反应，从而促进病毒积累和传播。117, 118 此外，RSV的NS3利用UPS进行多聚泛素化，随后转移到细胞核，调节初级miRNA pri-miR-92向lst-miR-92的转化。随后，lst-miR-92正向调节细胞外基质蛋白fibrillin-2的表达，从而促进病毒积累。119 为了逃避宿主的抗病毒免疫，许多植物病毒进化出了利用UPS来削弱宿主免疫反应的策略。例如，SRBSDV P7-1会劫持一种RING型E3泛素连接酶（SfREL），通过26S蛋白酶体途径促进MyD88的泛素介导的降解，最终抑制Toll介导的抗病毒免疫信号传导。18 同样地，RSV NS3与另一种E3泛素连接酶（LsSOCS5）相互作用，通过26S蛋白酶体促进Pellino的降解，从而减弱Toll介导的免疫反应。20

3.9 免疫途径在抗病毒反应中的整合

昆虫媒介的病毒感染可以激活多种抗病毒免疫途径，这些途径协同作用以协调对病毒感染的防御。这些途径可以相互激活，共享下游效应分子，并产生协同或平衡的效果。例如，在Culex蚊子中，转录因子Rel2被报道可被病毒感染诱导，并受到Dicer-2和TNF受体相关因子2的调控。此外，Rel2还调节分泌型细胞因子Vago的表达，后者激活JAK/STAT途径并抑制西尼罗河病毒（WNV）的感染。120, 121 这些发现表明，IMD、RNAi和JAK/STAT途径的协调激活可以触发针对WNV的抗病毒免疫反应。进一步的研究表明，脊椎动物的胰岛素可以激活ERK途径，进而激活JAK/STAT途径，从而在果蝇和蚊子中介导抗病毒免疫。122, 123 当胰岛素与其受体结合时，AKT会被磷酸化，这反过来抑制forkhead box O（FOXO）的活性。FOXO随后调节Dicer-2和AGO2的表达，这两种成分是果蝇中RNAi介导的抗病毒防御的关键因素。124 同样地，胰岛素类似物DMAQ-B1可以诱导ERK磷酸化并增强JAK/STAT信号传导，而AKT抑制剂VIII则抑制FOXO的磷酸化，从而使FOXO能够调节Ae. aegypti蚊子中RNAi相关基因的表达。125 这些发现表明，AKT/ERK信号传导整合了JAK/STAT和RNAi途径，为昆虫媒介提供了强大的抗病毒防御能力。在L. striatellus中，JAK/STAT途径调节E3泛素连接酶LsSOCS5的表达，后者通过促进BCL2的降解来激活线粒体凋亡，并参与植物病毒感染。23 此外，Toll途径中的转录因子Dorsal调节ZN708的表达，后者参与多种免疫途径（如自噬），这些途径有助于防御昆虫媒介中的病毒感染。19

4 结论与展望

在昆虫媒介和植物病毒长期共存的过程中，已经演化出多种策略来维持媒介适应性和病毒传播之间的平衡。研究病毒如何操纵宿主因子以确保病毒复制和持续感染是非常重要的。最近，在各种昆虫媒介中发现了越来越多的内共生微生物（如昆虫特异性病毒和酵母样共生体）。126-129 未来的研究应该探讨这些内共生体是否以及如何参与植物病毒的传播。此外，非生物因素（如温度和光照）可以影响昆虫媒介的新陈代谢和生命周期，从而影响病毒感染和传播。130, 131 这些因素可能成为破坏植物病毒持续传播的潜在靶点。昆虫的先天免疫系统在持续病毒感染过程中会发生复杂的变化，并受到多种因素的影响。未来的研究应该关注先天免疫系统与病毒感染早期阶段之间的关系，以及复杂的免疫信号网络如何影响病毒传播，以及病毒如何逃避抗病毒免疫。此外，研究病毒、昆虫媒介和宿主植物之间的相互作用机制至关重要，这些机制仍有待完全阐明。当昆虫媒介摄取植物汁液时，植物来源的因子（如蛋白质、小RNA和无机离子）也会进入昆虫肠道，并可能参与病毒的复制和感染过程。最近的研究表明，植物miRNAs富集在细胞外囊泡中，随后可以被运输到中肠上皮细胞，从而调节L. striatellus中的RSV感染。38 未来的研究应该探讨植物病毒是否利用这些植物来源的因子来抑制昆虫媒介的抗病毒免疫反应并促进感染。此外，已有报道指出媒介唾液中的多种成分参与了病毒从昆虫到植物宿主的传播；54, 132, 133 需要进一步研究昆虫唾液如何在取食植物时影响病毒传播。基于RNAi技术开发的生物农药代表了一种新型的绿色环保方法。134-136 与传统的化学农药相比，这些RNA基农药具有高特异性、生物安全性、环境兼容性和较低成本等优点。目前，两种RNA生物农药已经获得美国环境保护局的批准，它们通过靶向参与昆虫发育或免疫的基因来有效控制害虫。137, 138 此外，已经在田间开发了三种主要的dsRNA递送方法：纳米载体、转基因植物和微生物介导的方法。进一步优化这些递送方法及其联合应用对于提高害虫控制效果至关重要。人工智能也有助于预测RNA生物农药的脱靶效应和抗性风险，并推进针对刺吸式害虫的药物递送系统的开发。最终，这些进展将有助于开发预防疾病爆发的新策略。

作者贡献

Lu Gang：概念化；研究；撰写——初稿；可视化；资金获取。Zhang Chuanxi：概念化；资源；监督。Li Junmin：概念化；监督；撰写——审阅和编辑；资金获取。

致谢

我们感谢中国宁波大学的陈建平教授对改进手稿提出的宝贵和建设性建议。本研究得到了中国国家自然科学基金（项目编号U23A6006和32370149）、浙江省自然科学基金（项目编号LY24C140001）、宁波市自然科学基金（项目编号2024J016）以及宁波市公益项目（项目编号202002N3008、2023S029）的支持。

利益冲突声明

作者声明没有利益冲突。

数据可用性声明

由于本研究期间没有生成或分析任何数据集，因此不适用数据共享。