铁死亡（Ferroptosis）的诱导及其对冷藏储存期间肉鸡肌肉品质属性的影响

《Poultry Science》：Ferroptosis induction and its impact on meat quality attributes in broiler muscle during refrigerated storage

　　光辉李|金学后|于华|陈欣|孙敬欣|黄明|黄继超
中国江苏省南京市南京农业大学食品科学与技术学院，邮编211800

**摘要**
本研究旨在探讨肉鸡胸肉在4°C条件下死后储存过程中铁死亡（ferroptosis）的发生及其对肉质特性的影响。在0-72小时的储存期间，于五个时间点（0、12、24、48和72小时）采集样本进行后续分析。透射电子显微镜观察发现，线粒体在储存过程中表现出铁死亡的特征性形态变化，包括体积缩小、外膜破裂和嵴结构消失。同时，观察到细胞内亚铁离子（Fe2?）的积累以及活性氧（ROS）和丙二醛（MDA）水平的显著升高（P < 0.05），并伴有半胱氨酸/谷氨酸反向转运系统Xc?的失调。Western blot分析进一步显示SLC7A11和谷胱甘肽过氧化物酶4（GPX4）的表达下调（P < 0.05）。这些生化变化共同表明肉鸡胸肉在死后储存过程中发生了铁死亡。进一步分析表明，铁死亡的激活对肉鸡胸肉的质量产生了负面影响，包括水分保持能力、颜色特性和嫩度。这些发现提示铁死亡可能参与了肌肉向肉的转化过程，有助于开发提高商业家禽加工产品质量的实际策略。

**引言**
肉鸡胸肉以其优异的营养价值而受到认可，尤其是其高瘦肉蛋白含量和低肌肉脂肪含量，这有助于提升其健康促进形象（Yi等人，2025年）。然而，即使在冷藏条件下，肉鸡胸肉在运输和销售过程中仍不可避免地会发生品质下降，从而损害其营养价值并降低消费者接受度，给家禽产业带来重大经济损失（Dong等人，2020年）。科学研究已经证实，肌肉向肉的转化是一个复杂的生化过程，由蛋白酶系统的协同作用和细胞死亡途径（特别是凋亡和自噬）调控（Chen等人，2020年；Picard & Gagaoua，2020年）驱动。然而，从自噬到凋亡和坏死的顺序转变可能并非肌细胞死亡的唯一途径，这意味着可能存在其他调控机制（Huang等人，2025年）。因此，本研究旨在探讨肉鸡胸肉在死后储存过程中观察到的生化和结构变化的潜在机制。

铁死亡是一种由铁介导的受调控的细胞死亡形式，其特征是膜磷脂的过氧化。它在机制上不同于自噬或坏死途径，与氨基酸代谢紊乱、脂质过氧化过程和全身铁稳态密切相关（Dixon等人，2012年；Fu等人，2023年）。最近的研究表明，铁死亡与死后肉质变化之间存在显著关联。实证研究证实，铁死亡在冷藏储存期间的牛组织中发生，其机制涉及ROS失调、铁蛋白吞噬作用驱动的铁释放以及血红素衍生的铁池动态（Liu等人，2023a；Liu等人，2023b）。Yan等人（2025年）阐明了线粒体自噬在触发铁死亡中的作用及其对Esox lucius肌肉死后质量变化的贡献。然而，关于死后肉鸡胸肉中铁死亡的研究尚未充分开展，因此其对死后储存期间肉质变化的影响仍有待研究。

半胱氨酸/谷氨酸反向转运系统Xc?由SLC3A2和SLC7A11亚基组成，是抵御铁死亡的重要细胞保护机制。SLC7A11亚基蛋白能识别细胞外的半胱氨酸，并以1:1的化学计量比与细胞内的谷氨酸进行交换。进入细胞的半胱氨酸通过还原反应生成半胱氨酸，进而合成谷胱甘肽，后者可中和脂质过氧化物并抑制有害的氧化反应链（Pitman等人，2019年）。谷胱甘肽过氧化物酶4（GPX4）是抗氧化系统中的关键酶，利用GSH作为电子供体催化脂质过氧化物的还原反应，将过氧键转化为羟基，从而将细胞毒性脂质过氧化物转化为无毒的脂质醇。因此，这一解毒过程能够中和它们的氧化潜力，进而抑制铁死亡（Forcina & Dixon，2019年）。Liu等人（2023c）报告称，由谷胱甘肽代谢紊乱介导的铁死亡会损害牛肉的保水能力。总之，Xc?系统的功能丧失是细胞铁死亡的重要原因和体现。

因此，本研究旨在探讨肉鸡胸肉在死后储存过程中是否发生铁死亡及其与肉质之间的关系。具体而言，我们分析了线粒体超微结构、氧化水平、铁代谢和GSH–GPX4铁死亡调控轴的抗氧化能力，以确定肉鸡胸肉在死后是否发生铁死亡以及关键肉质特征之间的关系。这些发现旨在提供关于死后肉质生化影响的更多见解，并帮助制定相应的措施，从而改善冷藏、运输和销售过程中的产品质量。

**材料与方法**
**采样与处理**
本研究使用15只42日龄的Arbor Acres肉鸡作为实验对象，这些肉鸡由江苏文思集团有限公司的农场饲养和屠宰。这些肉鸡包括雄性和雌性，体重在2.0至2.5公斤之间。在标准屠宰线上屠宰后，立即取出胸大肌。部分样本用于测量pH值和比色参数，然后置于液氮中冷冻，定义为0小时时间点。剩余的胸肌样本放入聚乙烯袋中，并在1小时内运输到实验室的冷藏容器中。样本储存在4°C的冷藏库中。在死后0、12、24、48和72小时的时间点，立即分析肉质特性并制备组织学样本，而其余样本则迅速浸入液氮中冷冻，随后储存在-80°C以进行后续生物分子分析。

**肉质参数的测量**
- **pH值**：分析前，使用Mettler-Toledo pH计（FE20，瑞士苏黎世）用pH 4.0和7.0的标准缓冲液校准。将电极探针插入组织中标准化深度（15 ± 2毫米），避免接触脂肪或结缔组织（Li等人，2025年）。
- **肉色测量**：使用色度计（Minolta CR400；柯尼卡美能达公司，日本东京）测定亮度（L*）、红色（a*）和黄色（b*）值。从肌肉表面的三个随机位置获取读数，平均值用于后续统计分析。
- **滴水损失**：将样本切成1厘米×1厘米×10厘米的条状，分别在4°C的密封容器中平衡（Li等人，2025年）。24小时后，用滤纸轻轻吸干样本并重新称重（M2）。滴水损失按以下公式计算：
滴水损失（%）= [(M1 – M2) / M1] × 100%
- **烹饪损失**：称量肌肉样本（约20.0 ± 0.1克，M3），密封后放入水浴中加热至内部温度达到70°C。在冰水中冷却后，轻轻吸干样本并重新称重（M4）。烹饪损失按以下公式计算：
烹饪损失（%）= [(M3 – M4) / M3] × 100%
- **剪切力**：按照Ma等人（2023年）描述的方法进行剪切力测定，并进行修改。将肌肉样本切成与肌纤维方向平行的1厘米×1厘米条状，使用Warner-Bratzler剪切装置进行剪切。每个样本重复测量三次，结果以牛顿（N）为单位报告。
- **肌原纤维碎片指数（MFI）**：根据Ma等人（2023年）的方法进行修改测定。将0.5克样本在4.5毫升冰冻缓冲液（20 mM K?HPO?、100 mM KCl、1 mM MgCl?、1 mM EDTA；pH 7.4）中匀浆30秒，每30秒旋转8,000转，然后在4°C下离心10分钟（3500 × g）。将沉淀物重新悬浮在冷缓冲液中，并通过200微米筛过滤。使用比色法测定滤液的蛋白质浓度，并调整至0.5毫克/毫升。在540纳米处测量吸光度（Jasco RF-5301，日本东京）。MFI计算公式为A??? × 200。
- **低场核磁共振（LF-NMR）**：将死后肉鸡胸肉样本切成1厘米×1厘米×2厘米的条状，沿肌纤维方向放置，放入NMR专用管（Meso MR23；Niumag Corporation，中国上海）中，使用CPMG（Carr-Purcell-Meiboom-Gill）序列进行测量（Sun等人，2019年）。采集参数设置为：操作频率（SF）= 40 MHz；扫描次数（NS）= 8；重复时间（TW）= 4,000 ms；回波计数（NECH）= 4,000。数据使用MultiExpInv软件（v2.8；Magritek Ltd.）处理，采用非负最小二乘（NNLS）正则化方法解析T?松弛时间和不同移动状态的水分子比例。
- **组织形态观察**：将大小均匀的肌肉标本（0.5 × 0.5 × 1立方厘米）在室温下用4%戊二醛固定24小时，然后进行石蜡包埋、冷冻切片和苏木精-伊红染色。使用光学显微镜（KF-PRX，宁波，中国）在20倍放大倍数下观察代表性组织区域。
- **线粒体形态与功能**：
- **线粒体超微结构观察**：从新鲜样本中切取小组织块（约1立方毫米），立即浸入含有2.5%戊二醛的固定液中4°C下12-24小时。去除固定液后，用0.1 M磷酸盐缓冲液（PBS）冲洗三次（每次15分钟），然后用1%锇四氧化物进行后固定1-2小时。再依次用PBS冲洗三次（每次15分钟），通过梯度乙醇系列（30%、50%、70%、90%，每次10分钟）脱水。随后用丙酮处理并包埋在环氧树脂中。树脂聚合后，制备超薄切片，安装在铜网上，并依次用铀酰醋酸和柠檬酸铅染色（每种处理约20分钟）。使用Hitachi HT-7800透射电子显微镜（东京，日本）观察线粒体超微结构。
- **线粒体提取**：将4克肌肉组织在20毫升冷冻分离缓冲液（pH 7.2、250 mM蔗糖、10 mM Tris-HCl、1 mM EDTA、0.1% BSA）中匀浆。在4°C下离心1500 × g 15分钟，然后收集上清液并在4°C下离心12,000 × g 20分钟以沉淀线粒体。这些线粒体沉淀物需用分离缓冲液洗涤两次，然后重新悬浮在悬浮缓冲液（pH 7.4、250 mM蔗糖、10 mM Tris-HCl）中。
- **线粒体肿胀**：将3毫升线粒体悬浮液（0.5毫克/毫升蛋白质）与0.4毫升FeSO?（0.5 mM）和0.4毫升维生素C（0.5 mM）混合，然后在37°C下孵育15分钟。随后在520纳米处测量吸光度（Zhang等人，2018年）。
- **线粒体膜通透性**：根据先前描述的方法进行线粒体膜通透性测定，并进行少量修改（Zhang等人，2020年）。将线粒体悬浮液（2毫克/毫升）与测定缓冲液（220 mM甘露醇、60 mM蔗糖、3 mM Hepes，pH 7.2）按1:9体积比混合，在室温下孵育3分钟。
- **线粒体ROS水平**：将线粒体悬浮液（0.1毫克/毫升蛋白质）与含有5 μmol DCFH-DA的PBS缓冲液（pH 7.4，浓度50 mmol/L）混合，在37°C下黑暗中孵育3分钟，然后在4°C下离心12,000 × g 15分钟。使用分光荧光计测量上清液的荧光强度。
- **铁死亡特征指标的检测**：
- **氧化损伤水平**：肌肉组织中ROS水平的测定参考Zhang等人（2020年）的研究结果并进行相应调整。将5.00 ± 0.05克肌肉在20毫升冰冻缓冲液（10 mM Tris、0.8% NaCl、10 mM蔗糖、0.1 mM EDTA-Na?，pH 7.4）中用高速匀浆器匀浆两次，每次30秒。将匀浆液在4°C下离心10,000 × g 20分钟。然后将5毫升上清液与含有10 μM DCFH-DA的缓冲液在37°C下孵育30分钟。在孵育前后分别测量480纳米激发光和525纳米发射光下的荧光强度。ROS水平是通过将Δ荧光值除以（蛋白质浓度×孵育时间）来表达的。脂质氧化的检测方法参考了Huang等人（2018年）的研究方案，并进行了适当的修改。简而言之，将0.5克切碎的肌肉组织与3.5毫升7.5%（重量/体积）的三氯乙酸（TCA）混合均匀。随后，在4°C下以10000×g的离心力离心10分钟。之后，将2毫升上清液与2毫升0.02 M的硫代巴比妥酸（TBA）溶液在95°C下反应30分钟。将反应溶液冷却至室温后，在532 nm处测量反应混合物的吸光度。

GSH–GPX4铁死亡调控轴的抗氧化能力。使用商业检测试剂盒（Solarbio Science & Technology Co., Ltd., Beijing, China）定量谷胱甘肽（GSH, BC1175）、氧化型谷胱甘肽（GSSG, BC1185）和Fe2?（BC5415）的含量。大约0.1克的组织在1毫升冰冻工作液中混合均匀。在4°C下以12,000×g的离心力离心10分钟。收集到的上清液在412 nm和593 nm处测量吸光度。

Western Blot（WB）分析。在蛋白质提取过程中，将0.1克组织样品加入1毫升预冷的Ripa裂解缓冲液中，然后加入10 μL磷酸酶抑制剂（RM02998和RM02916，Abclonal，中国）。在液氮冷却下研磨样品，然后在4°C下以12000 g的离心力离心10分钟。最终的上清液是蛋白质提取物。所有样品都用RIPA裂解缓冲液稀释。使用BCA试剂盒（BRK0011，Abclonal，中国）测定蛋白质浓度，并调整至最终浓度为4 μg/μL。与5×SDS-PAGE加载缓冲液（RM00001，Abclonal，中国）混合后，将样品平均分成两部分进行差异热孵育：一份样品在100°C下加热5分钟以变性蛋白质，另一份样品在37°C下保持30分钟以保持目标蛋白质SLC7A11的结构完整性。对于每个泳道，32 μg的蛋白质通过4-20%的梯度SDS-PAGE分离，然后通过湿转移法转移到0.45 μm厚的聚偏二氟乙烯（PVDF）膜上。之后，将膜用含有5%（w/v）脱脂奶粉的tbst缓冲液在室温下封闭2小时。一抗（SLC7A11，A25302，Abclonal，中国，1:1000；GAPDH，A19056，Abclonal，中国，1:70000；GPX4，67763-1-Ig，Proteintech，中国，1:2000）在1×TBST缓冲液中稀释并适当体积施加到膜上，然后在4°C下孵育12小时。之后，用1×TBST缓冲液洗涤膜三次，每次10分钟。然后，将膜与二抗孵育2小时。使用的二抗是山羊抗兔IgG（AS014，Abclonal，中国，1:5000）和山羊抗鼠IgG（AS003，Abclonal，中国，1:5000）。最后洗涤后，使用ImageQuant 800成像系统（GE Healthcare，美国）检测化学发光信号。蛋白质条带的强度通过ImageJ软件测量。

统计分析使用SPSS 26.0软件进行。使用Levene检验确认方差齐性，使用Shapiro–Wilk检验评估正态性。随后进行单因素方差分析（ANOVA），然后进行Duncan的多范围检验。显著性水平设定为P < 0.05。实验数据以平均值±标准差（SD）表示。所有图表均使用Origin 2026b软件生成。

结果与讨论

肉质分析
评估了关键的肉质属性，包括比色特性、剪切力和持水能力。如表1所示，12小时时的pH值显著低于0小时时的pH值（P < 0.05），并在剩余的观察期间基本保持不变。快速的死后pH下降已被记录为会导致肌原纤维蛋白质变性并损害肌肉收缩功能，最终损害持水能力（Zhang等人，2019年）。这种效应反映在滴汁损失和烹饪损失增加上。L*、a*和b*值是肉质新鲜度的关键指标。比色分析显示L*和b*值逐渐增加（P < 0.05），a*值在24小时时增加到2.87并开始下降。在整个储存过程中显著较高的L*值可能是由于持水能力降低导致表面渗出和光反射增加。a*值和b*值的变化表明储存期间的氧化反应导致氧合肌红蛋白向代谢肌红蛋白转化的平衡被破坏（Joseph, Nair, & Suman, 2015）。剪切力值直接反映肉的嫩度，由细胞骨架蛋白质的结构完整性和肌原纤维的相应超微结构组织决定（Yang等人，2024年）。肉的嫩度也可以使用肌原纤维碎片指数（MFI）来评估，该指数评估肌原纤维蛋白质的蛋白水解程度和肌节完整性（Huang等人，2025年）。MFI值与剪切力呈负相关。如表1所示，剪切力从20.60 N降至14.54 N，而MFI值从32.89增加到58.08。这些结果表明表面肉质逐渐变得柔软。

表1. 死后储存对胸肉质量的影响。

水质和组织形态观察
低场核磁共振（LF-NMR）光谱广泛用于表征新鲜和加工肉系统中的水分动态和水分分布。横向弛豫时间T??（1-10 ms）对应于通过直接蛋白质水合作用固定的紧密结合的水分子，其分子动态对外部干扰的敏感性最小。T??（10-100 ms）代表被困在肌原纤维结构内的水，而T??（100-1000 ms）反映存在于肌原纤维间隙中的自由移动的水。T?弛豫时间及其相应的峰面积比（P??, P??）与新鲜肉的持水能力有显著相关性（Sun等人，2019年；Xia等人，2019年）。如图1A-C所示，48小时和72小时时的T21和T22显著高于0小时时的值，且储存后期的横向弛豫时间（T?）值显著高于早期（P < 0.05）。这些数据共同表明随着储存时间的增加，水的流动性增强，这与观察到的滴汁损失增加相一致。同时，0小时与其他储存时间相比，P21显著较高而P22显著较低（P < 0.05），也表明不动的水逐渐迁移到自由水部分。

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图1. 死后储存对鸡胸肉水质和微观结构的影响。(A) LF-NMR弛豫时间谱。(B) P21和P22峰面积比。(C) T21和T22弛豫时间。(D) 苏木精-伊红染色图像。(E) 平均肌纤维直径。结果以平均值±标准差表示。不同字母表示显著差异（P < 0.05，n = 6）。

使用HE染色评估胸肌纤维束的形态变化。0小时、12小时和24小时的新鲜肌肉显示出相对紧密且组织良好的肌纤维，而在72小时时，肌纤维结构显得松散，可见纤维萎缩和细胞间隙扩大（图1D）。图1E中对平均肌纤维直径的进一步定量测量证实了形态学发现。储存24小时后，平均肌纤维直径显著小于初始阶段（P < 0.05）。因此，长时间的储存破坏了肌纤维的微结构，导致纤维收缩、直径减小、排列松弛和细胞间隙扩大。这些微结构变化为滴汁损失的形成提供了结构途径。

线粒体损伤
从形态学上看，铁死亡的特点是体积减小、外膜破裂、嵴结构消失或减弱以及线粒体膜密度增加（Stockwell，2022年）。使用透射电子显微镜（TEM）检查线粒体形态。死后0小时时，线粒体结构相对完整，嵴结构排列紧密；而在12至24小时期间，线粒体膜结构部分受损，体积减小。到死后72小时，线粒体变得更加肿胀，嵴结构严重受损，整个线粒体结构几乎完全解体（图2A）。与死后0小时相比，48小时时线粒体肿胀的吸光度降低了25.77%，72小时时降低了45.56%（图2B）。其特点是吸光度值越低，线粒体肿胀越严重。因此，线粒体肿胀的测量支持了关于线粒体超微结构的类似结论。为了进一步研究储存时间对线粒体的影响，我们测量了线粒体中的ROS水平和线粒体膜通透性。线粒体是细胞中ROS产生的主要场所。线粒体功能障碍会导致电子传递链（ETC）异常，从而导致ROS产生显著增加。线粒体的呼吸链主要由多种蛋白质复合物组成。当ROS生成过多时，这些蛋白质复合物是氧化损伤的首批靶标，导致线粒体的结构损伤和功能下降（Li等人，2023年；Pan等人，2025年）。如图2C所示，0-12小时期间线粒体ROS水平显著增加，12-48小时期间保持稳定，然后在48-72小时期间显著下降（P < 0.05）。ROS水平的增加主要归因于线粒体稳态的破坏。随后ROS水平的下降可能是由于线粒体严重损伤。同时，线粒体产生的ROS扩散到细胞质中，进一步导致线粒体ROS水平的持续下降（Yan等人，2025a）。线粒体膜通透性的调节对于维持线粒体的动态平衡和功能至关重要。吸光度值越低，线粒体膜通透性越高（Yan等人，2025b）。如图2D所示，从死后0小时到72小时，吸光度值持续下降，表明线粒体膜的通透性持续增加（P < 0.05）。这些结果表明，随着死后储存时间的增加，线粒体完整性的损伤加剧。Bu等人（2024年）发现，随着冷藏时间的延长，线粒体肿胀和膜通透性均增加，线粒体中的游离铁含量也显著增加（P < 0.05）。这些变化表明线粒体表现出铁死亡的典型形态特征。

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图2. 鸡胸肉死后储存期间的线粒体损伤。(A) 代表性的透射电子显微镜（TEM）图像（×10.0K）显示五个死亡时间点的线粒体形态。刻度尺：1μm。(B) 线粒体肿胀。(C) 线粒体ROS水平。(D) 线粒体膜通透性。结果以平均值±标准差表示。不同字母表示显著差异（P < 0.05，n = 6）。

GSH–GPX4铁死亡调控轴的抗氧化能力
为了确定在死后储存期间是否在肉鸡胸肌中触发了铁死亡，研究人员测量了与此细胞死亡过程相关的关键生化指标。图3A和B中的数据表明，在死后储存期间Fe2?含量和ROS水平均显著增加（P < 0.05）。失调的铁代谢通过Fenton反应促进ROS的形成，其中Fe2?催化羟基自由基的生成（Liu等人，2024年）。这种氧化级联反应导致膜磷脂过氧化，进而导致铁依赖性的氧化损伤。相应地，脂质氧化的程度也逐渐增加（图3C）（P < 0.05）。SLC7A11（也称为XCT），是半胱氨酸/谷氨酸抗转运蛋白（系统Xc?）的组成部分，负责将半胱氨酸引入谷胱甘肽合成。在骨骼肌中，GSH在缓解氧化应激中起关键作用，而谷胱甘肽过氧化物酶4（GPX4）作为细胞抗氧化防御系统中的关键酶。它使用GSH作为电子供体来减缓脂质过氧化，这对于调节铁死亡至关重要（Stockwell，2022年；Yang等人，2024年）。如图3D-G所示，储存期间GSH含量逐渐减少，而GSSG含量显著增加（P < 0.05）。同时，作为细胞内氧化还原状态的关键指标，GSH/GSSG的比率也显著下降（P < 0.05）。GSH/GSSG比率的下降直接反映了细胞内还原环境的破坏和氧化应激的增加，这是氧化应激状态的典型特征。该比率还与脂质过氧化过程和铁死亡（ferroptosis）的启动机制密切相关（Tsiasioti等人，2024年）。值得注意的是，总谷胱甘肽（GSH + GSSG）含量的减少可能主要是由于GSH的快速消耗和合成补偿不足。通过Western blot分析也得到了GSH–GPX4轴失衡的结果（图3H-J）。在死后最初的0-24小时内，GPX4的表达相对较高，这可能是由于氧化还原动态平衡的补偿反应。到了48小时，其表达显著下降，蛋白质信号几乎完全消失，表达水平比0小时降低了约60%。这表明长时间储存会导致GSH耗尽，进而导致GPX4表达水平急剧下降。一致地，SLC7A11蛋白水平在储存过程中也下降，进一步支持了Xc?功能障碍会损害半胱氨酸吸收，从而降低谷胱甘肽生物合成的结论。铁死亡的特点是GSH依赖的抗氧化防御机制的破坏、铁稳态的失调以及磷脂过氧化产物的积累（Zhang等人，2023年）。上述结果表明，在死后储存过程中，肉鸡胸肌中的MDA、Fe2?和ROS水平显著增加，而Xc?转运系统的活性受到抑制，导致GSH耗尽和GPX4活性下降，最终引发了铁死亡。这些发现与Liu等人（2023a）的报告相似，他们观察到牛肉储存过程中保水能力的降低伴随着铁死亡的发生，并且铁死亡过程依赖于谷胱甘肽代谢的抑制。Yan等人（2025b）证明，在4°C下储存的Esox lucius中，线粒体自噬通过释放Fe2?触发了铁死亡，表现为ROS的积累、GSH的耗尽和GPX4活性的下降。此外，MDA的积累（P < 0.05）和线粒体结构的破坏进一步证实了铁死亡的发生。

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图3. 死后储存对鸡肉胸肉中铁死亡特征生化指标的影响。(A) Fe2?含量。(B) ROS水平。(C) MDA含量。(D) GSH含量。(E) GSSG含量。(F) GSH + GSSG含量。(G) GSH/GSSG。(H-J) SLC7A11和GPX4蛋白表达水平的Western blot分析。相对蛋白水平以GAPDH为标准进行归一化。结果以平均值±标准差表示。不同字母表示显著差异（P < 0.05，n = 6）。

铁死亡与死后肉鸡胸肉质量之间的关系
使用Pearson相关性分析来研究肉质参数（pH值、颜色属性、保水能力、嫩度）与铁死亡标志物之间的相关性。如图4所示，L*和b*值与ROS、Fe2?、MDA和GSSG的水平显著正相关，但与GSH含量和SLC7A11蛋白表达显著负相关（P < 0.05）。这种颜色变化可能是由于铁死亡过程中积累的Fe2?通过Fenton反应催化产生大量羟基自由基，不仅直接促进脂质过氧化，还加速了氧合肌红蛋白向高铁肌红蛋白的氧化转化，从而破坏了肉的颜色（Hao等人，2025年）。滴水损失和烹饪损失与ROS、Fe2?、MDA和GSSG水平正相关，与GPX4和SLC7A11蛋白表达显著负相关（P < 0.05）。这可能是由于GSH-GPX4轴的功能障碍导致细胞膜完整性受损，进而引起肉鸡胸肌的细胞内水分流失，从而降低其保水能力（Agmon, Solon, Bassereau, & Stockwell, 2018年）。剪切力与GSH含量和SLC7A11表达正相关，但与总谷胱甘肽（GSH + GSSG）含量负相关（P < 0.05）。MFI显示出相反的趋势。此外，分析显示线粒体结构损伤（线粒体肿胀和膜通透性）与GSH含量、总谷胱甘肽、GPX4和SLC7A11表达显著正相关（P < 0.05），这可能通过破坏钙稳态和蛋白酶活性进一步影响肉的嫩度（Lyu等人，2025年）。同时，GPX4和SLC7A11的表达水平与ROS、MDA和Fe2?含量负相关，表明这两种蛋白活性下降共同导致抗氧化防御能力减弱。这些发现表明，在死后储存过程中肉鸡胸肌中发生的铁死亡可能在肉质恶化中起重要作用。

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图4. 死后储存期间铁死亡与鸡肉胸肉质量之间的Pearson相关性分析。正相关（红色）和负相关（蓝色）用颜色编码，颜色强度反映相关强度。星号表示统计显著性：*P < 0.05。MFI，肌纤维碎裂指数；MROS，线粒体活性氧；ROS，活性氧；MDA，丙二醛；GSH，还原型谷胱甘肽；GSSG，氧化型谷胱甘肽；GPX4，谷胱甘肽过氧化物酶4。

结论
本研究调查了死后储存期间肉鸡胸肌中是否发生铁死亡，并分析了其对肉质变化的潜在影响。在0到72小时的储存过程中，线粒体结构严重受损，表现为线粒体体积减小、膜密度增加和嵴结构受损。这些变化与铁死亡的典型形态特征一致。细胞内Fe2?含量、ROS水平和MDA含量的显著增加表明了明显的氧化应激状态。更为严重的是，GSH水平的下降以及SLC7A11和GPX4蛋白表达的下降共同证实了死后肉鸡胸肉储存过程中发生了铁死亡。进一步分析显示，铁死亡指标与储存期间肉质恶化的程度之间存在强烈相关性。这些发现为优化死后肉质处理和理解肉质变化机制提供了新的见解。

未引用的参考文献
Liu等人，2024c；Lyu和Ertbjerg，2022；Tsiasioti和Tzanavaras，2023；Zhang等人，2020

作者贡献声明
Guanghui Li：方法学、软件、研究、数据管理、写作——初稿。
Jinxue Hou：数据管理、正式分析、验证。
Yu Hua：数据管理、验证、研究、软件。
Xin Chen：可视化、数据管理。
Jingxin Sun：可视化、数据管理、写作——初稿。
Ming Huang：写作——审阅与编辑、监督。
Jiaochao Huang：概念化、资金获取、研究、项目管理、验证。

数据可用性
数据可根据请求提供。

作者贡献声明
Guanghui Li：写作——初稿、软件、方法学、研究、数据管理。
Jinxue Hou：验证、正式分析、数据管理。
Yu Hua：验证、软件、研究、数据管理。
Xin Chen：可视化、数据管理。
Jingxin Sun：写作——初稿、可视化、数据管理。
Ming Huang：写作——审阅与编辑、监督。
Jiaochao Huang：概念化、资金获取、研究、项目管理、验证。