通过NaClO2介导的Oroidin与胺类化合物的偶联反应，成功实现了Agelamadin F和(±)-Tauroacidin A的全合成

《Chemistry – A European Journal》：Total Syntheses of Agelamadin F and (±)-Tauroacidin A, Enabled by NaClO2-Mediated Coupling Reactions of Oroidin and Amines

　　**摘要**

Agelamadin F和tauroacidin A是从海洋海绵中分离出的吡咯-咪唑类生物碱。据我们所知，目前尚未建立任何方法能够在oroidin的C15位置通过氧化反应引入胺基或吡啶基团，除了我们之前合成的mauritamide B，其中C15位置是在活化碳和分子氧的存在下通过氧化条件与牛磺酸修饰的。在这项研究中，我们报告了一种更有效的氧化C-N偶联条件；亚氯酸钠能够使更广泛的胺类化合物在oroidin的C15位置发生偶联。利用这种氧化剂，我们首次成功合成了agelamadin F和tauroacidin A，尽管产率较低。此外，我们还制备了九种C15-N-氨基酸取代的oroidin衍生物，以证明这种氧化偶联反应的适用性和多样性。根据产物的结构，我们推测亲核胺类化合物在该偶联反应中反应的关键结构要求是能够在与oroidin反应后形成两性离子。

**agelamadin F和(±)-tauroacidin A的全合成**

通过亚氯酸钠（NaClO2）介导的氧化C-N偶联反应实现了agelamadin F和(±)-tauroacidin A的全合成。我们还成功制备了九种C15-N-氨基酸取代的oroidin衍生物，以证明这种氧化偶联反应的适用性和多样性。

**1 引言**

Agelamadin F（1）[1]和tauroacidin A（2）[2]属于二溴吡咯生物碱家族（图1）。该家族包含超过220种结构类似物，并且对这些化合物进行了大量的合成研究[3-6]。化合物1和2分别从冲绳海域的Agelas属和Hymeniacidon属海绵中分离得到[1, 2]，据推测它们是由oroidin（3）[7]生物合成的。Oroidin（3）含有一个2-氨基咪唑结构（C11–C15），是一种具有抗疟疾活性的海洋天然产物（图1）[8]。在这个家族中，有些海洋天然产物的oroidin衍生物发生了二聚化，或者2-氨基咪唑结构进一步被含氮基团取代。例如，15'-oxoadenosceptrin（4）[9]、styllissazole A（5）[10]和nagelamide K（6）[11]（图1）也是从海洋海绵中发现的。Agelamadin F（1）的生物活性尚未得到充分研究；然而，其阳离子吡啶基团可能对其细胞毒性有所贡献[12-15]。Tauroacidin A（2）能够抑制表皮生长因子受体激酶和c-erbB-2激酶[2]。此外，nagelamide K（6）还表现出中等的抗菌活性[11]。

**2 结果与讨论**

**2.1 Agelamadin F（1）的合成**

Oroidin（3）的合成遵循了先前报道的程序[17, 19-25]。首先，由于oroidin（3）在有机溶剂中的溶解度较低，我们选择H2O作为反应溶剂，将其与3-羟基吡啶反应生成agelamadin F（1）。然后我们测试了几种氧化剂，包括硝酸铈铵（CAN）、2-碘氧苯甲酸（IBX）、Dess–Martin periodinane（DMP）、N-氯磺酰亚胺（NCS）、N-溴磺酰亚胺（NBS）、2,2,6,6-四甲基哌啶-1-氧化物（TEMPO）、草酮、次氯酸钠（NaClO）、亚氯酸钠（NaClO2）、氯酸钠（NaClO3）、高氯酸镁（Mg(ClO4)2）和过碘酸钠（NaIO4）。使用草酮和Mg(ClO4)2时，oroidin（3）仅被回收。IBX、DMP、NCS、NBS、TEMPO和NaIO4导致oroidin（3）分解。使用NaClO和NaClO3时，虽然获得了少量的agelamadin F（1），但主要还是回收了oroidin（3）。相比之下，NaClO2使oroidin（3）完全消耗，并可重复地生成agelamadin F（1）。最后，将oroidin（3）的H2O溶液与过量的3-羟基吡啶（46当量）和NaClO2（48当量）混合，在30°C下搅拌42小时，得到了一种亮黄色固体，其质量与agelamadin F（1）相符，产率为18%（图2）。

**2.2 Tauroacidin A（2）的合成**

接下来，我们应用了NaClO2介导的氧化偶联反应，将taurine引入oroidin（3）中。该反应在22°C下进行48小时，最终获得了少量（±)-tauroacidin A（2），产率为2.5%（图4）。反应温度也很关键；与agelamadin F（1）的合成不同，将温度升高到30°C时没有产物生成，反而导致oroidin（3）分解。

**2.3 亲核试剂的底物范围**

如上所述，3-羟基吡啶和taurine都能成功参与这一氧化偶联反应并形成两性离子。因此，我们测试了22种氨基酸作为亲核试剂，以确定氧化偶联反应的底物范围。结果表明，甘氨酸（Gly）、β-丙氨酸（β-Ala）、γ-氨基丁酸（GABA）、L-丙氨酸（Ala）、L-缬氨酸（Val）、L-异亮氨酸（Ile）、L-脯氨酸（Pro）和L-苯丙氨酸（Phe）可以通过氧化偶联可重复地引入oroidin（3）的C15位置。L-亮氨酸（Leu）也能引入C15位置，但反应的可重复性较低，产率约为1%。所有从氨基酸和oroidin（3）合成的化合物的结构都通过NOESY或NOESY-1D光谱确定为C10/C11 Z-构型（图S57-S138）。这些反应通常需要过量的氨基酸（552–1449当量）与oroidin（3）反应，且仅检测到微量的C9–OH衍生物（图S14）。

**结论**

本研究首次实现了（±)-tauroacidin A（2）的全合成，尽管产率很低。此外，还发现了化合物11作为副产物，产率为0.3%（图S36-S46）。据推测，（±)-tauroacidin A（2）的生成途径与图3所示的途径几乎相同。在合成过程中，中间体11的C9位置可能发生了羟基化。在这些反应中，起始原料oroidin（3）几乎未被回收。我们假设2-羟基吡啶和4-羟基吡啶在溶液中分别与2-吡啶酮和4-吡啶酮互变异构体处于平衡状态[28]，而3-羟基吡啶则根据溶剂的不同呈现出四种不同的形式——中性、偶极子、阳离子和阴离子形式（见方案S12）[29]。这种两性离子物种的形成可能通过增加分子内的电子离域性来提高最终产物的稳定性。

2.4 副产品的分析

在合成agelamadin F（1）、tauroacidin A（2）和化合物12a–i的过程中，我们获得了大量棕色副产品，这些副产品强烈吸附在Silica Gel 60（球形）NH2上。在agelamadin F（1）的粗反应混合物中，通过质谱（MS）没有检测到oroidin（3）或其他副产品，这表明在NaClO2/亲核试剂的反应中大约有80%的物质转化为了这些棕色副产品（见方案S13）。在合成tauroacidin A（2）的过程中，由于纯化困难，我们无法通过核磁共振（NMR）确定副产品的结构，因此根据质谱数据推测了它们的结构（见方案S14）。在合成化合物12a–i的过程中通过质谱检测到的副产品的预测结构也总结在方案S15中。含有2-氨基咪唑结构的化合物在转化过程中经常会出现未鉴定副产品的形成和产率下降的现象[30-33]。与牛磺酸的反应产生了更多的C9–OH产物tauroacidin A（2），而不是C9–H产物化合物11。相比之下，与氨基酸的反应主要产生了C9–H产物（化合物12a–i），而通过质谱仅检测到微量的C9–OH物质。我们认为氨基酸相对于牛磺酸较大的体积可能是造成这种差异的原因。

3 结论

我们首次实现了agelamadin F（1）和（±）-tauroacidin A（2）的全合成，通过使用NaClO2作为氧化剂，促进了oroidin（3）中2-氨基咪唑结构的C15位与3-羟基吡啶或牛磺酸的N原子之间的交叉偶联反应，尽管产率较低。此外，对作为亲核试剂的胺类反应物的研究显示，蛋白质中常见的中性L型氨基酸以及β-Ala和GABA可以以1%–17%的产率引入到oroidin（3）的C15位。所有获得的产品都具有C10-C11的Z-构型。值得注意的是，这种反应是2-氨基咪唑的C(sp2)与含有酸性官能团的化合物的N原子之间直接交叉偶联的罕见例子。

4 实验部分

4.1 材料与方法

用于有机合成的干燥溶剂购自FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation（日本大阪）。其他试剂购自Sigma-Aldrich（美国密苏里州圣路易斯）、东京化学工业株式会社（日本东京）、Nacalai Tesque, Inc.（日本京都）和Ambeed Inc.（美国德克萨斯州阿灵顿）。用于高分辨率电喷雾离子化质谱（HR-ESI-MS）的甲醇为LC/MS级（Kanto Chemical，日本东京）。所有实验均使用Simplicity UV（Merck Millipore Corporation，美国马萨诸塞州比勒里卡）蒸馏并纯化的MilliQ水。化合物通过使用Silica gel 60 F254板（Merck & Co., Inc., 新泽西州）的薄层色谱（TLC）进行监测，并在紫外光（254 nm）下观察斑点。傅里叶变换红外光谱（FT-IR）使用JASCO FT/IR-4600光谱仪（JASCO，日本东京）测量。紫外吸收光谱使用UV-1800（岛津公司，日本京都）测量。旋光值使用Jasco P-2200旋光仪测量。核磁共振（NMR）光谱分别使用Agilent 600 MHz NMR光谱仪（Agilent Technologies, Inc., 加利福尼亚州圣克拉拉）和Bruker AVANCE NEO 600（Bruker，马萨诸塞州比勒里卡）进行测量，探针直径分别为5 mm。溶剂使用CD3OD或DMSO-d6。化学位移以δH/C = 3.30/49.8 ppm（CD3OD）和2.50/39.5 ppm（DMSO-d6）为参考。1H、13C和15N NMR分别在600、151和60.8 MHz频率下测量。高分辨率电喷雾离子化质谱（HR-ESI-MS）数据使用micrOTOF-Q II（Bruker Daltonics Inc., 马萨诸塞州比勒里卡）获得，该仪器配备了ESI离子源。合成产物的鉴定还使用了API2000质谱仪（Sciex，马萨诸塞州弗雷明汉）。本研究中使用的亚氯酸钠购自Sigma-Aldrich（产品编号244155-5G和244155-100G），纯度为80%。虽然该材料的杂质成分没有完全明确，但技术支持表示其中含有碳酸钠（1%–5%，很可能约为4%）、NaClO3、NaCl、Na2CO3、Na2SO4、H2O以及微量的H2O2。oroidin（3）的制备遵循了先前的报道程序[17, 19–25]。粗制的oroidin（3）通过Cosmospin Filter H（0.45 μm；Nacalai Tesque, Inc., 日本京都）过滤，并通过反相（RP）-HPLC（InertSustain AQ-C18，5 μm，内径10 mm × 250 mm；GL Sciences）进行纯化，使用梯度洗脱（0–4 min，MeOH/H2O = 50:50；4–40 min，50:50至90:10），流速为2.0 mL/min。纯化的oroidin（3）在21–29 min时得到，为白色至微黄色固体。

4.2 Agelamadin F（1）的合成

将十批oroidin（3）（HCOOH盐，每批2.0 mg，共2.0046 mmol；总共20 mg，0.046 mmol）放入1 mL的反应瓶（Thermo Fisher Scientific K.K.），然后向每个反应瓶中加入300 μL的H2O。随后加入3-羟基吡啶（20.0 mg，0.21 mmol，46当量）和NaClO2（20.0 mg，0.22 mmol，48当量）。反应瓶密封后剧烈摇晃直至搅拌棒旋转顺畅，然后在30°C下加热。搅拌42小时后，将所有反应混合物合并，并直接通过RP柱色谱（Cosmosil 140C18–OPN，2.0 g）和MeOH/H2O/TFA（0:100:0.1至75:25:0.1，v/v/v；每份50 mL）进行纯化。粗制的agelamadin F（1）进一步通过硅胶柱色谱（Silica Gel 60，球形，NH2，40–50 μm，用EtOAc平衡）进行纯化，洗脱液使用MeOH（30 mL）。得到的agelamadin F（1）通过Cosmospin Filter H（0.45 μm；Nacalai Tesque, Inc., 日本京都）过滤，并通过RP-HPLC（InertSustain AQ-C18，5 μm，内径10 mm × 250 mm；GL Sciences）进行纯化，使用梯度洗脱（0–4 min，MeOH/H2O = 50:50；4–40 min，50:50至100:0），流速为2.0 mL/min。纯化的agelamadin F（1）在19–25 min时得到，为黄色至橙色固体，产率为4.91 mg，0.00824 mmol。HRESIMS [M+H]+（m/z）计算值为C16H1579Br2N6O2+ 480.9618，实测值为480.9608。性质见附录S1中的数据。NMR、UV和IR光谱见表格S1–S2及图S1–S25。

4.3 Tauroacidin A（2）和化合物11的合成

将十五批oroidin（3）（HCOOH盐，每批1.0 mg，共1.0023 mmol；总共15 mg，0.034 mmol）放入4 mL的反应瓶中。向每个反应瓶中加入牛磺酸（150.0 mg，1.20 mmol，522当量）和H2O（4.0 mL），搅拌直至牛磺酸完全溶解。然后加入NaClO2（40.0 mg，0.44 mmol，192当量），并在22°C下搅拌48小时。反应完成后，将所有混合物合并，并通过RP柱色谱（Cosmosil 140C18–OPN，3.0 g）和MeOH/H2O（0:100至100:0，v/v）进行纯化。MeOH组分在减压条件下浓缩，然后加入一滴TFA。粗制材料通过Cosmospin Filter H（0.45 μm）过滤，并进一步通过RP-HPLC（InertSustain AQ-C18，5 μm，内径10 mm × 250 mm；GL Sciences）进行纯化，使用等度洗脱（MeOH/H2O/HCOOH = 35:65:0.1，v/v/v），流速为2.0 mL/min。纯化的（±）-tauroacidin A（2）以HCOOH盐的形式在76–86 min时得到，产率为0.48 mg，0.00084 mmol，为白色至微橙色固体。HRESIMS [M+Na]+（m/z）计算值为C13H1679Br81BrN6NaO5S+ 550.9142，实测值为550.9147。性质见附录S29中的数据。NMR、UV和IR光谱见表格S3及图S26–S35。对于化合物11的纯化，使用RP-HPLC纯化后的（±）-tauroacidin A（2）和11的半纯化混合物（共16.1 mmol，未添加TFA），通过Cosmospin Filter H（0.45 μm）过滤，并进一步通过RP-HPLC（InertSustain AQ-C18，5 μm，内径10 mm × 250 mm；GL Sciences）进行纯化，使用等度洗脱（MeOH/H2O/HCOOH = 35:65:0.1，v/v/v），流速为2.0 mL/min。纯化的11以HCOOH盐的形式在90–102 min时得到，产率为0.30 mg，0.000538 mmol，为白色固体。HRESIMS [M+H]+（m/z）计算值为C13H1779Br2N6O5S+ [M+H]+：510.9393，实测值为510.9369。性质见附录S41中的数据。NMR、UV和IR光谱见图S36–S48。

4.4 12a–i的合成

将3.0 mg的oroidin（HCOOH盐）放入20 mL的圆底烧瓶中，加入4.0 mL的H2O并搅拌。然后向混合物中加入一种氨基酸，接着加入NaClO2（120 mg，1.33 mmol，193当量）。烧瓶用隔膜盖密封，搅拌反应混合物。反应完成后，通过小垫的Celite过滤混合物，并用H2水冲洗烧瓶和过滤垫。滤液直接通过140C18–OPN（MeOH/H2O）进行纯化。洗脱液在减压条件下浓缩，粗制材料通过Cosmospin Filter H（0.45 μm）过滤。进一步通过RP-HPLC（InertSustain AQ-C18，5 μm，内径10 mm × 250 mm；GL Science）进行纯化，使用MeOH/H2O/HCOOH作为洗脱液。详细的合成步骤见方案S1–S9。性质见附录S56、S69、S82、S95、S108、S121、S128、S141和S153。NMR、UV和IR光谱见图S49–140。

致谢

本研究得到了JSPS KAKENHI项目JP23H02146、JP23K26839和JP26K01686对Mari Yotsu-Yamashita的支持，以及JST SPRING项目JPMJSP2114对Ryosuke Hirozumi的支持。作者感谢Enomoto教授和Meguro助理教授在IR和旋光值测量方面提供的帮助。利益冲突

作者声明没有利益冲突。数据可用性声明

支持本研究结果的数据可向通讯作者索取。由于隐私或伦理限制，这些数据不对外公开。