对杏果中主要挥发性成分的分析揭示了低温调控下挥发性物质释放背后的分子机制

《Food Chemistry: Molecular Sciences》：Profiling major volatile components in apricot fruit sheds light on the molecular mechanisms underlying low-temperature-mediated volatile release

　　华旺 | 裴 sun | 元阳 | 王文健 | 康彦辉 | 李茂富 | 周书亭 | 孙向义 | 金敏 | 金婉梅 | 孙昊远 | 王玉珠
中国北京市农林科学院，邮编100097

**摘要**
将成熟的杏（Prunus armeniaca）果实储存在低温下会导致挥发性芳香化合物的损失。本研究分析了‘川枝红’和‘蜜桃罗’两个杏品种在成熟过程中的挥发性化合物，并确定酯类化合物是果实香气的主要贡献者。这两种品种在成熟过程中积累了不同的挥发性化合物谱型。转录组分析发现，在果实发育过程中有超过20,000个基因的表达发生了变化，其中一组基因在与脂肪酸衍生物酯类生物合成相关的KEGG通路中表达丰富。关键酯类生物合成基因LOX和AAT在果实成熟期间表达上调，但在低温下表达受到抑制。挥发性化合物的排放量在10°C以下显著下降，在25°C时部分恢复，然而LOX和AAT的酶活性未能恢复，从而导致香气减弱。在0–5°C的储存条件下，酯类化合物的积累受到强烈且几乎不可逆的抑制，即使恢复到25°C后也是如此。

**1. 引言**
杏（Prunus armeniaca L.）属于蔷薇科，是全球种植第三广泛的核果作物，也是一种经济上重要的水果。杏果因其高营养价值而受到消费者的喜爱，其营养成分包括丰富的维生素、矿物质和抗氧化化合物，同时还具有独特的香气（García-Gómez等人，2021；Ortu?o-Hernández等人，2025）。香气是杏果的关键品质特征，主要由挥发性有机化合物的组成和含量决定。
果实中的挥发性化合物是一类低分子量、易挥发的物质，沸点较低。这些化合物在抵御害虫入侵和增强非生物胁迫方面起着重要作用（Clavijo McCormick等人，2023；Lin等人，2021）。果实中的挥发性代谢物主要分为三类：苯/苯丙烷类化合物、萜类化合物和脂肪酸衍生物（Zhu, Liao等人，2022）。苯/苯丙烷类化合物主要由肉桂酸途径合成，该途径以莽草酸为起始物质。苯丙氨酸氨酶和苯乙醛合酶竞争苯丙氨酸，催化其脱氨形成反式肉桂酸。反式肉桂酸通过一系列酶促反应（如水合和氧化）转化为苯甲酰辅酶A（benzoyl-CoA）；苯甲酰-CoA再经过苯甲醇/苯乙基醇酰基转移酶的催化作用转化为苯乙酸甲酯。最终，苯甲酸甲基转移酶催化生成苯甲酸甲酯。苯和苯丙烷的甲基化、羟基化、乙酰化等修饰作用产生了多种苯和苯丙烷类芳香化合物（Ma等人，2025）。异戊二磷酸（IPP）是萜类化合物的常见前体（Yu等人，2023）。IPP通过质体中的甲基赤藓糖磷酸途径和细胞质中的甲瓦酮酸途径合成（Pu等人，2021）。IPP随后转化为萜类化合物的直接前体——香叶基二磷酸、法尼基二磷酸和香叶基香叶基焦磷酸，这些前体分别通过单萜合酶、倍半萜合酶和二萜合酶进一步转化为多种单萜、倍半萜和二萜（Liu等人，2022）。某些萜类化合物在经过不同类型的酶（如细胞色素P450、脱氢酶、还原酶等）作用后形成结构多样的衍生物（例如萜醇、萜酯、萜醛、萜酮和萜氧化物）。事实上，萜类化合物被认为是植物次生代谢物中最大的类别（Ninkuu等人，2021；Zhang等人，2023）。
脂肪酸衍生物包括低分子量的醇、醛和酯。它们的生物合成以不饱和亚油酸和亚油酸为前体，通过脂氧合酶（LOX）的催化作用生成羟基过氧化物。羟基过氧化物进一步被羟基过氧化物裂解酶（HPL）转化为C6和C9挥发性醛类。随后，这些醛类通过醇脱氢酶（ADH）和醇酰基转移酶（AAT）转化为相应的酯类（Bao等人，2025）。
在脂肪酸衍生物挥发性风味化合物的生物合成中，LOX主要催化多不饱和脂肪酸中双键的氧化，生成羟基过氧化物（如亚油酸羟基过氧化物和亚麻酸羟基过氧化物，Lippolis等人，2023；Ortu?o-Hernández等人，2024）。这些羟基过氧化物是各种挥发性化合物生物合成的关键前体，在其他酶的作用下可进一步分解为醛类（己醛和己烯醛）或醇类（己烯醇，Lippolis等人，2023；Sánchez-Ortiz等人，2018）。这些产物赋予食品轻微的香气，也可能形成酮类、酯类和其他挥发性化合物（Pan等人，2025）。总之，LOX通过启动脂肪酸氧化代谢途径为挥发性化合物的生物合成提供核心前体，被认为是天然植物风味形成的关键调控酶（Zhu, Wen等人，2022）。AAT的核心功能是催化醇和乙酰辅酶A之间的乙酰化反应，生成酯类（如乙酸乙酯、乙酸己酯、乙酸丁酯和乙酸苯乙酯）。
内酯γ-癸内酯的生物合成涉及多种酶的催化作用。在植物中，γ-癸内酯的生物合成以脂肪酸为初始前体，随后转化为特定的羟基脂肪酸中间体。这些羟基脂肪酸进入过氧化物体，经历脂肪酸β-氧化反应，包括脱氢、水合、再脱氢和硫解反应，每个循环使脂肪酸碳链缩短两个碳原子，最终生成4-羟基癸酸。在环化酶的作用下，羟基和羧基发生分子内酯化反应，形成环状酯结构，最终生成γ-癸内酯（Zhang等人，2024）。例如，在桃（Prunus persica）果实中，醇酰基转移酶PpAAT1催化4-羟基癸酸酰辅酶A的羟基与酰基之间的连接，生成γ-癸内酯（Peng等人，2020）。
杏果实中挥发性化合物的复杂形成和积累受遗传、环境等多种因素的调控（Karabulut等人，2018）。杏果实中的挥发性化合物形成是一个复杂的特性，受遗传、环境和采后因素的共同影响（Karabulut等人，2018）。尽管低温储存常用于延长保质期，但它往往会损害香气的发育，从而降低果实质量和消费者接受度。低温引起的香气变化的分子机制仍不甚清楚。最新研究表明，低温通过调节关键代谢途径干扰了挥发性化合物的生物合成。在香蕉中，低温储存通过下调相关途径中的基因（尤其是脂氧合酶LOX）抑制酯类的产生并改变氨基酸和脂肪酸的代谢（Zhu等人，2018）。同样，在桃中，低温减少了挥发性化合物的积累并影响LOX相关基因的表达，这表明香气形成过程中存在保守的调控机制（Zhang等人，2011）。尽管有所进展，但关于杏在低温条件下的挥发性代谢和基因表达的研究仍较为有限。杏果可以鲜食或加工成各种产品，如腌制杏、干杏、杏汁和罐装杏。杏果实中的挥发性化合物含量在其生长发育过程中显著增加。然而，成熟的杏容易腐烂，因此通常采用低温储存，但这种方法会导致挥发性风味化合物的损失。很少有研究描述低温如何影响储存杏的挥发性风味化合物。因此，深入了解低温引起的香气变化的分子基础对于提高采后果实质量至关重要。

**2. 材料与方法**
2.1. 植物材料及温度条件
本研究使用了‘蜜桃罗’和‘川枝红’两个杏品种。‘蜜桃罗’和‘川枝红’都是在中国广泛种植的传统杏品种。‘蜜桃罗’具有丰富的挥发性化合物谱型，而‘川枝红’的挥发性化合物以醛类为主（Zhang等人，2014）。这两种品种在中国北京市延庆区的试验田中自然生长（经度116.180597°E，纬度40.574211°N）。延庆的年均气温为9.9°C，最热月份为7月，平均气温为24.5°C。年平均降水量为467毫米，其中约44%的降水集中在6月至9月（Xu等人，2019）。成熟时，‘蜜桃罗’的单个果实平均重量为68.9克，纵径为4.9厘米，横径为5.4厘米，侧径为5.3厘米。成熟的果实呈圆形，黄色，阳光照射的一面略带红色，含有丰富的芳香挥发性化合物。在延庆，该品种大约在7月10日成熟。‘川枝红’成熟时单个果实的平均重量为52.5克，纵径为5.0厘米，横径为4.7厘米，侧径为4.6厘米。该品种原产于中国河北省，果肉呈橙黄色，质地紧实脆嫩，纤维细腻且稀疏，汁液含量低，味道甘酸。成熟的果实呈长圆形，果皮呈鲜红色；果肉的底层颜色为橙黄色，阳光照射的表面约有四分之三会出现紫红色色素。该品种在延庆大约在7月20日成熟。
采样时，每个品种选取三株健康且生长均匀的树木作为生物学重复实验对象。在收获季节（7月）果实成熟时进行采样。成熟的标志是‘蜜桃罗’的果实表面完全变黄，而‘川枝红’的果实表面完全变红。采样在早晨（09:00–10:00）进行，天气晴朗。收获后，选择大小均匀、无可见机械损伤、病虫害的果实。样本被随机分为五组，分别置于不同的温度处理组（0、5、10、15和25°C）。在储存期间分别在第0天、第1天、第3天和第5天采集样本，并在恢复温度（25°C）后的第6天再次采集样本。每个采样点采集三个生物学重复样本，每个重复样本包含多个果实。为了进行代谢物和酶活性分析，每个生物学重复样本至少进行三次技术重复实验以确保数据可靠性。对于分子分析，组织迅速冷冻在液氮中，并储存在-80°C直至进一步使用。
2.2. 杏果实中特征挥发性化合物的鉴定与分析
从‘蜜桃罗’和‘川枝红’树上的六个果实样本中分别收集果皮和果肉的混合样本，分别在绿色期、变色期和成熟期进行代谢组分析。所有样本立即冷冻在液氮中，并储存在-80°C直至分析。提取前，冷冻组织在液氮中研磨成细粉，取约1克粉末用于提取。每个样本与5毫升20%（w/v）的NaCl和1微升甲基异丁基甲醇（0.1%，v/v）混合，在25°C下浸泡4小时。每个发育阶段和低温处理组各分析三个生物学重复样本。每个重复样本由六个果实混合而成，每个样本进行三次独立提取。挥发性化合物通过顶空固相微萃取（SPME）进行测定。在40°C下平衡30分钟后，将DVB/CAR/PDMS（50/30 μm）纤维暴露于顶空30分钟，然后在气相色谱仪（GC）的进样器中脱附8分钟（Wang等人，2023）。使用Agilent 7890B GC仪器（配有自动进样系统）和Agilent 5977 A质谱仪（MS，Agilent Technologies，美国加州圣克拉拉）分析这些样本中的挥发性化合物。挥发性化合物通过HP-INNOWAX毛细管柱（60 m × 0.25 mm内径，0.25 μm膜厚，J&W Scientific，加州福尔萨姆）进行分离。仪器参数如下：起始温度50°C，以3°C/分钟的速率升温至220°C，保持5分钟。载气为氦气（1 mL/分钟）。质谱数据以电子撞击模式（m/z 30–350）记录。化合物通过NIST库进行鉴定，并根据保留指数进行确认。每个阶段和基因型分析三个生物学重复样本。挥发性化合物的相对含量，包括苯乙醇和莰烯，是基于GC–MS峰面积计算得出的。对于每个样本，将特定化合物的峰面积除以所有检测到的挥发性化合物的峰面积之和，并表示为总量的分数。通过将它们的质谱与NIST/EPA/NIH质谱库（NIST 14）中的质谱进行比较来鉴定挥发性化合物，只有相似度得分高于800的匹配结果被认为是可靠的（表S6）。此外，还通过将保留时间（RT）和计算出的Kovats指数（KI）与NIST数据库中的参考值进行比较来进一步支持化合物的鉴定。Kovats指数是在相同色谱条件下基于一系列正烷烃计算得出的。计算出的KI值与参考KI值相差较小的化合物被认为是被可靠鉴定的。

2.3. 杏子果实成熟过程中的转录组分析
我们在不同的发育阶段、温度处理和储存期分别采集了6个果实样本，并分别混合这些果实的组织进行RNA测序。从Mituoluo和Chuanzhihong果实样本中提取总RNA，这些样本处于三个发育阶段（绿色阶段、变色阶段和成熟阶段），以及经过低温处理（0、5、10、15或25°C）不同时间（0、1、3或5天，或在25°C下恢复1天[6天]）的成熟果实，用于转录组分析。从‘Mituoluo’和‘Chuanzhihong’杏子果实中提取总RNA，这些果实也处于三个发育阶段（绿色阶段、变色阶段和成熟阶段），以及储存于低温（0、5、10或15°C）或室温（25°C）的成熟果实。低温处理持续0、1、3或5天，然后进行5天的低温储存恢复和1天的25°C恢复。使用NEBNext Ultra RNA Library Prep Kit（New England Biolabs，MA，美国）根据制造商的说明书生成测序文库。然后在Illumina HiSeq 2000仪器（Illumina Inc.，圣地亚哥，CA，美国）上进行测序。使用fastp软件（版本0.19.7）过滤原始读段，移除含有接头、poly-N和低质量读段的读段（Chen等人，2018）。将过滤后的读段使用HISAT2软件（Kim等人，2015）与Prunus armeniaca基因组（https://www.rosaceae.org/species/prunus_armeniaca/genome_v1.0）对齐。基于映射读段的基因组位置，使用StringTie软件（Pertea等人，2015）组装转录本。使用diamond软件（Buchfink等人，2015）将组装得到的转录本的相应基因序列注释到KEGG、GO、NR、Swiss-Prot和TREMBL数据库中。使用featureCounts软件（Liao等人，2014）通过每百万映射读段中的片段数（FPKM）方法计算基因表达水平。使用EdgeR软件进行每对比较的差异表达分析，并使用Benjamini-Hochberg方法对零假设的概率（P值）进行多重假设检验校正，以获得假发现率（FDR）。确定差异表达基因（DEGs）的标准是|log2 Fold Change | ≥ 1且FDR < 0.05（Robinson等人，2010）。使用Rstudio中的scale函数标准化所有组合DEGs的FPKM值，然后进行K-means聚类分析。使用TBtools软件和‘Log Scale’及‘Row Scale’包绘制基因表达水平的热图（Chen等人，2020）。使用clusterProfiler R软件包对DEGs进行KEGG通路富集分析（Wu等人，2021）。

2.4. 不同温度下储存的杏子果实中挥发性化合物的代谢组分析
共50公斤无病、无损伤且成熟度均匀的Mituoluo或Chuanzhihong果实被随机分为五组处理，并在90–95%相对湿度下储存。果实分别在0、5、10、15、25°C下储存，样本在0、1、3或5天后或在冷储存后恢复1天（在25°C下恢复6天）进行采集，每个处理和每个基因型每个时间点都有六个生物重复。每个样本使用了20克匀浆的果肉组织。每个处理分析了三个独立的生物重复。代谢组分析按照2.2节所述方法进行。

2.5. 在不同低温储存条件下测量LOX活性
将Chuanzhihong和Mituoluo果实的成熟果实储存在0、5、10、15或25°C下。在冷储存后0、1、3或5天后或在25°C下恢复1天（6天）采集样本，然后测量LOX活性。使用Lipoxygenase Activity Detection Kit（Solarbio，BC0320，北京，中国）按照制造商的协议检测LOX活性。大约0.1克组织在冰上用1毫升LOX提取缓冲液匀浆，然后在4°C下以16,000 × g离心20分钟。收集上清液作为粗酶提取物。使用LOX活性测定试剂盒（BC0320，北京Solarbio Science & Technology，北京，中国）进行LOX活性的测定和计算。

2.6. 在不同低温储存条件下测定醇酰转移酶（AAT）活性
将Chuanzhihong和Mituoluo果实的成熟果实储存在0、5、10、15或25°C下，并在0、1、3或5天后或在冷储存后恢复1天（6天）进行采样，然后测量AAT活性。每个处理将六个果实切成两半，其中一半（约3克）切碎并加入6毫升含有酰转移酶（AAT）活性测定试剂盒（BC2350；北京Solarbio Science & Technology，北京，中国）的提取缓冲液中匀浆。匀浆物在4°C下以15,000 × g离心20分钟，收集上清液来测量酶活性。使用蒸馏水作为空白对照。每个样本将40微升酶提取物放入微孔板孔中，与10微升98%（v/v）1-辛-3-醇和2微升40%（v.v）乙醛混合。立即使用微孔板读数器在412纳米处测量反应，记录0秒（A?）和300秒（A?）的吸光值。AAT活性定义为在37°C下每克组织每分钟催化0.0005个吸光单位变化的酶量。ΔA_empty = A2_empty ? A1_empty；ΔA_measured = A2_measured ? A1_measured；ΔA = ΔA_measured ? ΔA_empty。活性使用以下公式计算：AAT（U/g质量）= ΔA ÷ 0.0005 ÷ (V样本 ÷ V总样本 × W) ÷ T × (V总反向 ÷ 1) = 10,000 × ΔA ÷ W。

2.7. 统计分析
数据分析使用Student's t检验和单因素方差分析（ANOVA）进行。如果p < 0.05，则认为均值之间存在统计学差异。图中显示的所有数据均以均值 ± 标准误差（SE）表示。所有分析均使用SPSS统计软件（版本16.0，SPSS Inc.，芝加哥，IL，美国）进行。

3. 结果
3.1. 酯类化合物是‘Mituoluo’果实特征性挥发性香气的主要成分
根据果实外观，杏子果实发育可以分为绿色阶段、变色阶段和成熟阶段（图1A）。Mituoluo果实成熟阶段的可溶性固体含量为14%，而Chuanzhihong果实为12%（图1B）。Mituoluo果实更柔软，硬度为9 kg/cm2，而Chuanzhihong果实的硬度为11 kg/cm2（图1C）。

下载：下载高分辨率图像（449KB）
下载：下载全尺寸图像
图1. Chuanzhihong和Mituoluo杏子在绿色阶段、变色阶段和成熟阶段的挥发性风味化合物的形成和积累。（A）Chuanzhihong和Mituoluo果实分别在绿色（G）、变色（T）和成熟（R）阶段的代表性照片。（B）Chuanzhihong和Mituoluo果实成熟阶段的可溶性固体含量。数值是3次重复的平均值 ± 标准误差（SE）。（C）Chuanzhihong和Mituoluo果实成熟阶段的硬度。数值是3次重复的平均值 ± SE。（D）Chuanzhihong和Mituoluo果实分别在绿色阶段、变色阶段和成熟阶段的挥发性化合物的代表性气相色谱-质谱（GC–MS）色谱图。（E）Chuanzhihong和Mituoluo果实分别在绿色阶段、变色阶段和成熟阶段检测到的苯衍生物（BPs）、萜类和脂肪酸衍生物挥发性化合物含量的热图表示。（关于此图例中颜色参考的解释，请参阅文章的网页版本。）
Chuanzhihong和Mituoluo果实 在绿色阶段和变色阶段释放的挥发性化合物水平较低，这一点通过GC–MS分析显示。然而，随着果实成熟，Mituoluo果实释放了大量挥发性化合物，在20分钟到40分钟的保留时间内出现了多个峰（图1D）。在这些成熟的杏子中检测到了27种挥发性化合物（图1E，表S1），包括苯衍生物、萜类和脂肪酸衍生物。我们在果实中检测到了五种苯芳香化合物：2,4-二-叔丁基酚、苯乙醇、莰烯、苯乙烯和萘（TDN）。在这些挥发性化合物中，我们仅在成熟的Chuanzhihong果实中检测到了TDN，其香气较淡。苯乙醇和莰烯的含量在果实发育过程中变化很小，相对含量分别为0.1311和0.1854，这是以每个峰面积占所有挥发性化合物峰面积之和的比例计算的。苯乙烯和2,4-二-叔丁基酚的水平在果实发育过程中逐渐增加，表明它们是杏子果实中苯芳香挥发性化合物的重要成分。
我们在Chuanzhihong和Mituoluo果实的发育过程中检测到了五种萜类化合物：柠檬烯、α-萜品烯、β-萜品烯、α-萜品烯和（E）-β-离子酮。这些化合物的相对含量较低，范围从0.0006到0.047，表明萜类不是杏子果实中挥发性化合物的主要贡献者（表S1）。
在Chuanzhihong和Mituoluo果实的发育过程中，检测到最多的挥发性化合物是17种脂肪酸衍生物（如丁酸乙酯、己酸乙酯、芳樟醇乙酯、2,3-丁二醇、2-甲基丁酸乙酯、己-2-烯基乙酯、4-壬内酯、4-癸内酯），以及醇类和醛类化合物（如丁醇、2-甲基丁醇、2-乙基己醇、己烯醇、3-己烯-1-醇、1-辛-3-醇、β-环香叶醇和2,6-二甲基-5-庚醛）。在杏子果实发育过程中，绿色阶段和变色阶段释放的挥发性化合物较少。随着果实进一步成熟，我们检测到了大量挥发性化合物，两种品种释放的化合物类型不同。成熟的Chuanzhihong和Mituoluo果实产生了苯乙烯、己醇、2,4-二-叔丁基酚、芳樟醇乙酯、β-环香叶醇、（E）-2-己烯醇、2-甲基丁醇、苯乙醇、柠檬烯和（E）-β-离子酮。相比之下，成熟的Chuanzhihong果实仅释放了β-萜品烯、α-萜品烯、2,6-二甲基-5-庚醛、莰烯、2-乙基己醇和TDN。同样，Mituoluo果实仅释放了丁醇、3-己烯-1-醇、1-辛-3-醇、α-萜品烯、己-2-烯基乙酯、己酸乙酯、2-丁酸乙酯和4-癸内酯。
在成熟的Chuanzhihong果实中相对含量较高的化合物是苯乙烯、2,4-二-叔丁基酚和α-萜品烯，相对含量分别为0.1311、0.1854和0.1897。相反，在成熟的Mituoluo果实中相对含量较高的化合物是丁酸乙酯、己酸乙酯、2-甲基丁酸乙酯、苯乙烯、芳樟醇乙酯和4-癸内酯，相对含量分别为0.4502、0.2911、0.2576、0.1363和0.006。对这些挥发性化合物的嗅觉阈值分析（Van Gemert，2011）显示，2,4-二-叔丁基酚和α-萜品烯的嗅觉阈值分别为0.1 mg/m3和0.01 mg/m3。相比之下，丁酸乙酯的嗅觉阈值为0.001 mg/m3；己酸乙酯的嗅觉阈值为0.002 mg/m3，2-甲基丁酸乙酯的嗅觉阈值为0.0004 mg/m3，4-癸内酯的嗅觉阈值为0.008 mg/m3（Van Gemert，2011）。根据这些结果，酯类化合物己酸乙酯、丁酸乙酯、2-甲基丁酸乙酯和4-癸内酯是Mituoluo杏果实的主要挥发性化合物。因此，我们重点研究了低温处理对这些化合物的影响。

3.2. 杏子在绿色阶段、变色阶段和成熟阶段的转录组分析以及酯类挥发性化合物形成的关键基因鉴定
我们对Chuanzhihong和Mituoluo果实进行了发育过程中的深度转录组测序（RNA-seq），覆盖了绿色阶段、变色阶段和成熟阶段。然后我们识别了整个果实发育过程中的DEGs，并根据表达模式定义了四个模块（图2A）。Cluster 1包含来自Chuanzhihong果实的7212个DEGs和来自Mituoluo果实的7153个DEGs；这些基因在绿色阶段表达量很高，随后在果实成熟过程中下降。Cluster 2包含来自Chuanzhihong果实的5101个DEGs和来自Mituoluo果实的9852个DEGs，在绿色阶段、变色阶段和成熟阶段的表达水平稳定。Cluster 3包含来自Chuanzhihong果实的4926个DEGs和来自Mituoluo果实的4439个DEGs；这些基因在绿色阶段和成熟阶段的表达量较低，在变色阶段表达量较高。第4簇包含了来自川之红果实的11,066个差异表达基因（DEGs）和来自蜜桃罗果实的6,862个DEGs；这些基因在绿色成熟期没有表达或表达水平很低，随后在转色期表达水平逐渐增加，在成熟期达到高水平。下载：下载高分辨率图片（881KB）下载：下载全尺寸图片

图2. 杏子果实在不同成熟阶段（绿色、转色期和成熟期）差异表达基因的转录组分析。（A）川之红果实和蜜桃罗果实中差异表达基因在绿色（G）、转色期（T）和成熟期（R）的聚类。（B）第4簇中富集的前30个KEGG通路。（C）显示LOX、HPL和AAT家族基因转录水平的脂肪酸衍生物生物合成途径的总结。（D, E）分别展示杏子果实在不同成熟阶段LOX（D）和AAT（E）家族基因转录水平的热图。（F）通过RT-qPCR分析候选基因在果实发育过程中的变化。星号表示两种品种在果实发育阶段之间存在显著差异（p<0.05）。（关于图例中颜色的解释，请参考本文的网页版本。）

在这四个簇中，第4簇中DEGs的表达模式与蜜桃罗果实中挥发化合物的释放模式一致。在第4簇中富集的Top 30个KEGG通路中，主要涉及代谢相关的通路包括柠檬酸循环（三羧酸[TCA]循环）、碳代谢、戊糖磷酸途径、丙酸代谢、脂肪酸代谢、脂肪酸降解、苯丙氨酸、酪氨酸和色氨酸生物合成、β-丙氨酸代谢以及肌醇磷酸代谢。脂肪酸代谢和脂肪酸降解与杏子果实中的挥发化合物密切相关。亚油酸和亚麻酸作为脂肪酸衍生物生物合成的底物（图2C），这一过程由LOX催化生成过氧化物。这些过氧化物通过HPL和ADH催化的反应生成醛类和醇类，进而通过AAT催化的反应生成酯类。

LOX、HPL、ADH和AAT基因家族中多个基因的表达模式与果实发育过程中酯类化合物的释放模式一致（图2C）。LOX型酶主要作用于植物中的不饱和脂肪酸，催化双键的氧化反应生成过氧化物，这是随后生成各种挥发化合物的核心前体。AAT催化醇类化合物与乙酰辅酶A之间的乙酰化反应，生成醋酸酯和辅酶A，是酯类生物合成最后步骤中的关键酶。因此，我们将分析重点放在了LOX和AAT基因上。所有LOX家族的基因在果实发育过程中都有表达，其中六个基因从绿色成熟期到成熟期的表达模式是从低到高（图2D）。同样，六个AAT基因在果实发育过程中的表达模式也是从低到高（图2E）。此外，为了进一步验证生物学假设并探索潜在的调控因子，我们通过RT-qPCR分析了候选基因在果实发育过程中的表达情况（图2F）。结果显示，在‘Mituoluo’品种中，PaAAT3和PaAAT7的表达显著高于‘Chuanzhihong’品种，特别是在25°C和成熟期时诱导强度更强。这种表达模式与RNA-seq数据一致，并与香气相关代谢物的积累趋势相符。

总结来说，我们在杏子果实的绿色成熟期、转色期和成熟期鉴定了超过20,000个DEGs，并将它们分为四个簇。第4簇中的DEGs在绿色成熟期没有表达或表达水平很低，在转色期表达水平较高，在成熟期表达水平极高；这种模式与果实挥发性化合物的生物合成和积累模式一致。第4簇中富集的Top 30个KEGG通路大多与代谢相关，包括脂肪酸代谢和脂肪酸降解。在导致酯类生物合成的脂肪酸衍生物生物合成途径中，六个LOX基因和六个AAT基因从绿色成熟期到成熟期的表达模式是从低到高。

3.3. 不同低温处理对成熟川之红果和蜜桃罗果实关键风味化合物的影响

在25°C下储存5天和6天后，成熟川之红果的腐烂率分别为39.1%和50%。对于成熟蜜桃罗果实，在25°C下储存5天和6天后，腐烂率分别为52.6%和100%。基于这些观察结果，我们将室温处理的持续时间限制在最多7天，以避免果实过度腐烂。我们将成熟川之红果和蜜桃罗果实分别在不同的温度（0、5、10、15或25°C）下储存0天（作为对照，CK）、1天、3天或5天，或在冷藏处理后（6天）在25°C下恢复1天。我们分析了每个时间点样品中的关键特征风味化合物（图3A, B）。杏子果实的主要特征挥发性化合物是酯类，如己基醋酸酯、丁基醋酸酯、2-甲基丁基醋酸酯和4-癸醇。因此，我们分析了在不同温度下储存的成熟川之红果和蜜桃罗果实中的这些特征挥发性化合物（图3C, D）。

下载：下载高分辨率图片（544KB）下载：下载全尺寸图片

图3. 低温储存对成熟川之红果和蜜桃罗杏子果实中挥发性化合物释放的影响。（A, B）分别在0、5、10、15或25°C下储存指定时间的川之红果（A）或蜜桃罗果（B）的代表性照片。6天的冷藏处理后，在25°C下恢复1天。（C, D）川之红果（C）或蜜桃罗果（D）整个果实的代表性GC–MS色谱图。（E, F）在不同储存温度和持续时间下，主要挥发性酯类己基醋酸酯、丁基醋酸酯、2-甲基丁基醋酸酯和4-癸醇的相对含量的变化，作为温度（E）或储存时间（F）的函数。数值为三次重复实验的平均值±标准误差。

己基醋酸酯是杏子果实中的关键挥发性化合物。然而，我们仅在成熟蜜桃罗果实中检测到了这种化合物，而在成熟川之红果实中没有检测到（图3E, F, 表S2）。当果实储存在25°C时，随着储存时间的延长，己基醋酸酯的释放量逐渐增加，在5天时达到峰值，相对含量为1.4051，然后在6天时开始下降。与25°C下的模式相比，蜜桃罗果实中的己基醋酸酯含量在低温处理后较低。当果实储存在0或5°C时，蜜桃罗果实中的己基醋酸酯含量随着储存时间的延长而逐渐减少，分别为0.3016和0.0107以及0.0106。在25°C下处理5天后，再进行1天的恢复处理后，己基醋酸酯的含量有所增加，但仍低于25°C下的含量。当果实储存在10或15°C时，蜜桃罗果实释放的己基醋酸酯量随着储存时间的延长而逐渐增加。但在25°C下处理5天后进行1天的恢复处理后，释放的己基醋酸酯量仍然低于25°C下的含量。这些结果表明，在较低温度（0或5°C）下储存成熟蜜桃罗果实后，在25°C下恢复，释放的己基醋酸酯量有所增加，但仍低于室温储存的果实。

另一种关键的杏子果实挥发性化合物丁基醋酸酯仅在成熟蜜桃罗果实中积累到较高水平（图3E, F, 表S3）。在25°C下，随着储存时间的延长，丁基醋酸酯的释放量持续增加，相对含量从0.4565上升到1.5224。当储存温度为0°C时，蜜桃罗果实中的丁基醋酸酯含量低于25°C时的含量。当果实储存在0或5°C时，丁基醋酸酯的含量显著降低，分别为0.4565和0.0806以及0.0923。在0或5°C下处理5天后，在25°C下恢复1天，释放的丁基醋酸酯量有所增加，但仍低于25°C下的含量。当果实储存在10或15°C时，蜜桃罗果实释放的丁基醋酸酯量随着储存时间的延长而逐渐增加。但在25°C下处理5天后进行1天的恢复处理后，释放的丁基醋酸酯量仍然低于25°C下的含量。当果实储存在10或15°C后，在25°C下恢复1天，释放的丁基醋酸酯量有所增加，但仍然低于25°C下的含量。

杏子果实的另一种特征挥发性成分是4-癸醇，我们仅在成熟蜜桃罗果实中检测到了它（图3E, F, 表S4）。当储存在25°C时，4-癸醇的相对含量随着储存时间的延长而逐渐降低，从0.3016降至0.0391。在低温处理后，成熟蜜桃罗果实中的4-癸醇含量低于在25°C下储存的果实。在0、5和10°C下储存时，4-癸醇的含量随着处理时间的延长而逐渐下降。尽管在25°C下处理5天后进行1天的恢复处理后，4-癸醇的释放量有所增加，但其释放量仍然低于室温储存的果实。在15°C下储存的果实中，4-癸醇的相对含量随时间略有增加。在25°C下处理5天后进行1天的恢复处理后，4-癸醇的量有所增加，但仍低于25°C下的含量。这些结果表明，在较低温度下储存并在25°C下恢复后，4-癸醇的释放量会增加。然而，释放的4-癸醇总量远低于在25°C下储存的果实。

无论在何种储存条件下，我们都在成熟蜜桃罗果实中检测到了2-甲基丁基醋酸酯（图3E, F, 表S5）。在25°C下，随着储存时间的延长，2-甲基丁基醋酸酯的释放量逐渐增加，在第5天达到最大值0.0324。在0或5°C下储存时，蜜桃罗果实中的2-甲基丁基醋酸酯含量低于25°C下的含量。在0°C下储存3天或5天后，未检测到2-甲基丁基醋酸酯。在10°C下储存的果实中，第5天的2-甲基丁基醋酸酯相对含量为0.1015，在室温下恢复1天后增加到0.1540。在15°C下储存的果实中，2-甲基丁基醋酸酯的相对含量随着时间逐渐降低，从第1天的0.0108降至第3天的0.0044，再到第5天的0.0080。在室温下恢复1天后，2-甲基丁基醋酸酯的相对含量保持在0.0082。这些结果表明，10°C是维持蜜桃罗果实中2-甲基丁基醋酸酯含量的最佳温度。

因此，我们确定低温对成熟果实中挥发性化合物的释放有显著影响。在较低的储存温度（0或5°C）下，蜜桃罗果实中挥发性化合物的释放量非常低，甚至在长时间低温处理后也无法检测到。即使在25°C下处理5天后进行1天的恢复处理，挥发性化合物的相对含量也有所增加，但仍远低于25°C下的含量。基于这些结果，我们得出结论：低温会影响杏子果实中挥发性风味化合物的释放。一旦成熟杏子果实被储存在0至5°C下，即使将它们恢复到室温，其风味也会退化。当水果放置在10–15°C时，挥发性化合物的释放量比放置在0或5°C时更高，而且在室温下恢复1天后，挥发性化合物的相对含量甚至有所增加。3.4. 低温储存对成熟川志红和蜜桃洛果实中LOX和AAT转录水平以及LOX和AAT酶活性的影响蜜桃洛杏果实含有诸如己基乙酸酯、丁基乙酸酯、4-癸内酯和2-甲基丁基乙酸酯等风味化合物。这些风味化合物与脂氧合酶（LOX）密切相关，而脂氧合酶在挥发性化合物的生物合成中起着关键作用。为了进一步研究这一点，我们测量了在不同低温储存条件下成熟杏果实中六个LOX基因和六个AAT基因的相对表达水平。在六个LOX基因中，川志红和蜜桃洛果实中的PaLOX8表达水平随着在25°C下储存时间的延长而增加，分别为52.4 FPKM增加到55.5 FPKM和47.2 FPKM增加到126.3 FPKM。相比之下，PaLOX4的表达水平在川志红果实中从14.8 FPKM下降到5.9 FPKM，在蜜桃洛果实中从31.1 FPKM下降到19.7 FPKM。当成熟川志红和蜜桃洛果实储存在0或5°C时，所有LOX基因的表达水平都很低。LOX基因表达表现出温度依赖性反应，在0–5°C时表达水平较低，在10–15°C时表达增加，在25°C时显著受到抑制（图4A）。五个AAT基因在25°C下储存时间延长时表达降低，其中PaAAT3的表达相对较高。该基因在川志红和蜜桃洛果实之间有差异表达，表达值分别为83.3 FPKM和405.8 FPKM。当成熟川志红和蜜桃洛果实储存在0或5°C时，PaAAT3的转录水平显著下降，分别为13.9 FPKM下降到63.65 FPKM和57.7 FPKM下降到260.9 FPKM。在10和15°C下，川志红和蜜桃洛果实中的PaAAT3表达水平显示出不同的模式，蜜桃洛的表达水平高于川志红。在25°C下储存的果实中，PaAAT7的表达水平随着储存时间的延长而增加，川志红果实中从4.35 FPKM增加到11.0 FPKM，蜜桃洛果实中从13.7 FPKM增加到20.4 FPKM。在不同低温储存条件下，川志红和蜜桃洛果实之间的PaAAT7表达水平几乎没有差异。下载：下载高分辨率图片（796KB）下载：下载全尺寸图片图4. 低温储存对‘川志红’和‘蜜桃洛’成熟杏果实中LOX和AAT转录水平以及LOX和AAT酶活性的影响。(A) 热图显示在不同温度和储存时间下LOX和AAT基因的相对表达水平。(B) 通过RT-qPCR分析验证杏果实中与香气相关的基因的RNA-seq数据。(C, E) 不同储存温度下处理时间对LOX (C) 和AAT (E) 活性的影响。(D, F) 不同储存温度下处理时间对LOX (D) 和AAT (F) 活性的影响。在BF中，数值是3次重复实验的平均值±标准误差。星号表示在同一温度和时间点上两个品种之间存在显著差异（p<0.05）。为了验证RNA-seq数据的可靠性，我们对12个与挥发性酯和脂质衍生香气生物合成相关的选定基因进行了RT-qPCR分析，包括AAT1–AAT5、AAT7、LOX4、LOX8–LOX10和NOVEL（图4B）。这些基因在两个杏品种（‘川志红’和‘蜜桃洛’）分别在0°C和25°C的储存条件下，在四个时间点（1天、3天、5天和6天）进行了表达谱分析。总体而言，RT-qPCR的结果与RNA-seq获得的结果高度一致，证实了转录组数据的稳健性和可靠性。在分析的基因中，参与酯生物合成的关键酶AAT3、AAT5和AAT7在‘蜜桃洛’中的表达水平明显高于‘川志红’。同样，与脂质代谢相关的基因LOX4和LOX6在‘蜜桃洛’中的表达也显著增强，特别是在后期储存阶段。此外，候选基因NOVEL在‘蜜桃洛’中的表达水平显著升高，尤其是在25°C条件下，表明其在果实成熟过程中调节香气化合物积累方面的潜在作用。相反，大多数基因在‘川志红’中的表达水平相对较低或稳定，表明香气相关代谢活性存在品种差异。综上所述，这些结果进一步支持‘蜜桃洛’在香气生物合成方面的能力更强，这与代谢组学观察结果一致，并加强了本研究的生物学结论。我们绘制了成熟川志红和蜜桃洛果实中LOX酶活性随温度处理的变化情况（图4C）。在25°C下储存1天后，成熟川志红和蜜桃洛果实中的LOX活性达到峰值，分别为1560.5 U/g和2546.7 U/g。随着储存时间的延长，LOX活性逐渐下降，在6天时达到最低值，川志红果实为990.43 U/g，蜜桃洛果实为664.57 U/g。当成熟川志红和蜜桃洛果实储存在不同的低温（0、5、10或15°C）时，LOX活性随储存温度的降低而降低。在0或5°C下储存的果实中，LOX活性最高分别为1883.7 U/g和862.4 U/g，远低于在10或15°C下储存的果实，后者在10或15°C下的最高活性分别为2572.7 U/g和1097.4 U/g。LOX活性随着处理时间的延长而降低：在6天时检测到最低活性（5天低温处理后跟随1天室温恢复）。然后，我们绘制了成熟川志红和蜜桃洛果实中LOX活性随处理时间的变化情况（图4D）。LOX活性随着温度的升高而增加，在川志红果实中低于蜜桃洛果实。在0、5、10或15°C下储存1天后，川志红果实的LOX活性分别为783.7 U/g、862.4 U/g、1038.7 U/g和1097.4 U/g，而在25°C下储存1天的果实为1560.5 U/g。对于蜜桃洛果实，在0、5、10或15°C下储存1天后，LOX活性分别为1476.9 U/g、1665.9 U/g、2478.8 U/g和2572.7 U/g，在同一时间段内储存25°C的果实为2546.7 U/g，10、15和25°C处理之间的LOX活性没有显著差异。在储存3或5天后，我们观察到川志红和蜜桃洛果实中的模式相似。当成熟果实分别在0、5、10或15°C下储存5天，随后在25°C下恢复1天（总共6天）时，川志红果实中的LOX活性随温度的升高而增加，而蜜桃洛果实中的LOX活性变化不大。这些结果表明温度和处理时间都影响川志红和蜜桃洛果实中的LOX活性，即使在0和5°C下储存的果实中也检测到活性。在10、15和25°C处理之间，LOX活性没有显著差异，这与25°C下的情况更为相似。与LOX活性一样，我们绘制了成熟川志红和蜜桃洛果实中AAT酶活性随温度处理的变化情况（图4E）。在任何寒冷处理下，川志红果实中均未检测到AAT活性。对于蜜桃洛果实，随着在25°C下处理时间的延长，AAT活性逐渐降低，从0天时的872.7 U/g降至1天时的640.0 U/g、3天时的581.5 U/g、5天时的484.4 U/g，再到6天时的318.7 U/g。当成熟蜜桃洛果实储存在0°C时，无论冷处理持续时间如何，即使经过5天处理后跟随1天在25°C下恢复，也未检测到AAT活性。当蜜桃洛果实储存在5°C时，我们在1天时检测到低水平的AAT活性（63.0 U/g），在其他处理条件下未检测到活性。当蜜桃洛果实储存在10或15°C时，AAT活性随着处理时间的延长而逐渐降低，这与25°C处理下的情况类似。这些结果表明，低温（0–5°C）会导致即使在25°C下恢复1天后也无法检测到AAT活性。当处理温度升高到10和15°C时，杏果实中的AAT活性遵循与25°C相同的释放模式。最后，我们绘制了成熟川志红和蜜桃洛果实中AAT活性随温度和处理时间的变化情况（图4F）。在任何处理下，川志红果实中均未检测到AAT活性。对于蜜桃洛果实，在1天不同温度处理后，AAT活性随温度的升高而增加，在15°C时达到最高值696.0 U/g。在蜜桃洛果实进行3天低温处理后，AAT活性从0°C时的0 U/g增加到25°C时的581.5 U/g。在5天低温处理后，AAT活性在25°C时达到最高值484.4 U/g。当成熟蜜桃洛果实分别在0、5、10或15°C下储存5天，随后在25°C下恢复1天（总共6天）时，0和5°C样品中的AAT活性无法检测到，而其他组的活性范围为228.5至318.7 U/g。对上述结果的全面分析显示，温度和处理时间对川志红和蜜桃洛果实中的酶活性有显著影响。在0°C和5°C的储存温度下，这些活性最低甚至无法检测到。然而，在10、15或25°C下储存的果实中，酶活性表现出相似的模式和数值。在低温处理后，成熟川志红和蜜桃洛果实中的酶活性在室温下恢复1天后没有显著增加。3.5. 杏果实中挥发性酯、酶活性和结构基因表达的主成分分析及相关性分析我们进行了主成分分析（PCA），以检查主要酯类挥发物浓度、LOX和AAT酶活性以及参与香气形成的PaLOX和PaAAT结构基因转录水平之间的相关性。我们还生成了一个Scree图来评估应关注多少个显著成分（图5A）。前两个主成分（PCs）解释了大部分总变异，因此被选用于分析。应用了varimax旋转来提高主成分的可解释性，通过最大化载荷的方差并减少变量之间的重叠。varimax旋转后，PC1主要代表酯相关变异，而PC2主要与LOX相关变量相关（图5B）。典型的酯类化合物，包括己基乙酸酯、丁基乙酸酯、4-癸内酯和2-甲基丁基乙酸酯，在PC1上显示出较高的正载荷。AAT活性也与PC1高度对齐，同时PaAAT7和PaAAT3的转录丰度也如此，表明酯类积累的变化与AAT催化活性和特定AAT基因的表达水平密切相关。相比之下，PC2主要由LOX相关变量特征化，LOX活性以及PaLOX8、PaLOX9和PaLOX10的表达在PC2上有正载荷。值得注意的是，PaAAT1、PaAAT2和PaAAT4也分布在PC2的上部区域，表明LOX衍生的前体形成与下游酯化相关基因之间存在协调变化。总体而言，PC1和PC2揭示了酯类挥发物、酶活性以及LOX和AAT表达之间的明显聚类模式，反映了杏果实香气形成背后的代谢和表达特征的整合变化。下载：下载高分辨率图片（469KB）下载：下载全尺寸图片图5.**杏果实中挥发性酯类化合物含量、酶活性及结构基因表达的主成分分析和相关性分析**

(A) 主成分分析（PCA）得到的主成分特征值散点图。(B) 经过Varimax旋转后前两个主成分（PC1和PC2）的PCA图，整合了酯类挥发性化合物含量、LOX和AAT酶活性以及PaLOX和PaAAT的表达水平。(C) 四种代表性酯类化合物（己酸乙酯、丁酸乙酯、4-癸内酯和2-甲基丁酸乙酯）的含量与酶活性（LOX和AAT）或PaAAT表达之间的皮尔逊相关性分析。实线代表线性回归拟合，对应的P值和R2值已标出。

根据PCA的结果，我们选择了四种代表性酯类化合物（己酸乙酯、丁酸乙酯、4-癸内酯和2-甲基丁酸乙酯）进行与酶活性（LOX和AAT）和结构基因表达的相关性分析（图5C）。己酸乙酯的含量与AAT活性呈显著正相关（r = 0.575, P < 0.001），而其与LOX活性的相关性不显著。此外，己酸乙酯的含量与PaAAT3（r = 0.565, P < 0.001）和PaAAT7表达水平也呈现显著正相关（r = 0.47, P < 0.001），表明这些AAT基因的转录水平变化与其有密切关联。丁酸乙酯的含量也表现出类似的相关性模式，与AAT活性呈强正相关（r = 0.62, P < 0.001），并且与PaAAT3（r = 0.65, P < 0.001）和PaAAT7表达水平（r = 0.60, P < 0.001）也有显著关联。这些结果表明C4和C6位置酯类化合物的形成存在共同的调控机制。在分析的酯类中，4-癸内酯的含量与AAT活性呈最强的正相关（r = 0.845, P < 0.001）。4-癸内酯的含量还与LOX活性（r = 0.65, P < 0.001）以及PaAAT3（r = 0.45, P < 0.05）和PaAAT7表达水平（r = 0.54, P < 0.0001）显著相关，表明LOX介导的前体供应和AAT相关反应与其积累有关。相比之下，2-甲基丁酸乙酯的含量与LOX或AAT活性无显著相关性，但与PaAAT3（r = 0.39, P = 0.005）和PaAAT7表达水平（r = 0.53, P < 0.001）呈正相关，这表明其积累更依赖于特定AAT基因的转录变化。

这些结果表明，杏果实中特征性挥发性化合物的含量（包括己酸乙酯、丁酸乙酯、4-癸内酯和2-甲基丁酸乙酯）与PaAAT7和PaAAT3等基因的转录水平以及AAT酶活性密切相关。总体而言，这些发现表明PaAAT7、PaAAT3及其同源基因的表达水平，连同AAT活性，是决定杏果实中特征性挥发物释放的关键因素。

**讨论**

在杏果实发育过程中，绿色阶段或着色阶段释放的挥发性化合物较少，但随着果实成熟可以检测到多种挥发性物质。我们所感知的杏果实香气是由多种挥发性化合物混合而成的。不同品种的杏果实会产生不同的挥发性物质。全球范围内已开展了大量研究来检测杏果实中的挥发性化合物。例如，对五种法国杏品种（‘Iranien’、‘Orangered’、‘Goldrich’、‘Hargrand’和‘Rouge du Roussillon’）及其杂交后代A4025的研究表明，它们的主要挥发性化合物包括乙酸乙酯、己酸乙酯、柠檬烯、环香叶醇、癸内酯、6-甲基-5-庚烯-2-酮、芳樟醇、β-离子酮和(E)-己烯-2-醛等（Guillot等人，2006年）。在法国品种‘Bergeron’中鉴定出26种挥发性化合物，其中γ-癸内酯、δ-十一内酯、γ-壬内酯、α-癸内酯、(E)-β-达玛森酮和(R/S)-芳樟醇是主要挥发性物质。Greger和Schieberle（2007年）还指出，a-离子酮、(Z)-1,5-辛二烯-3-酮、?-癸内酯、(E,Z)-2,6-壬二烯、芳樟醇和乙醛是‘Bergeron’杏果实的关键特征性香气化合物。SPME–GC–MS技术被用于检测几种土耳其杏品种（‘Hasanbey’、‘Hacihaliloglu’、‘Kabaasi’、‘Soganci’、‘Hacikiz’、‘Cataloglu’和‘Aprikoz’）中的挥发性化合物，发现乙醇、己醛、己酸乙酯、(Z)-3-己烯基乙酯、(E)-2-己烯基乙酯、1-己醇、(Z)-3-己烯醇和(E)-2-己烯-1-醇在不同品种中均有存在（Gokbulut和Karabulut，2012年）。澳大利亚品种‘Castlebrite’果实中的主要挥发性化合物是乙酸乙酯、己醛、芳樟醇和反式-β-离子酮（Defilippi等人，2009年）。

在中国，新疆地区是杏的重要产地和栽培中心，拥有丰富的野生和栽培种质资源（Zhou等人，2021年）。对新疆五种主要杏品种（‘Kuerle Tuoyong’、‘Akeyaleke’、‘Kezijianali’、‘Suogejianali’和‘Sulian No. 2’）成熟期挥发性化合物的分析显示，γ-癸内酯、δ-癸内酯、δ-十二内酯、己酸乙酯、顺式-3-己烯基乙酯、β-达玛森酮和二氢-β-离子酮是这些果实的主要特征性香气成分（Lu等人，2016年）。Feng等人（2015年）利用高效SPME–GC–MS技术还鉴定出14个新疆杏品种中的主要香气成分，包括丙酸乙酯、3-甲基-1-丁醇乙酯、(Z)-3-己烯-1-醇乙酯、d-柠檬烯、b-芳樟醇、己醛、己酸乙酯、丁酸丁酯、b-茂素和b-顺式奥西门。在本研究中，我们测量了高香气品种Mituoluo果实中的挥发性化合物，检测到27种挥发性物质，其中2,4-二叔丁基酚、苯乙烯、丁酸乙酯、己-2-烯基乙酯和4-癸内酯是这些果实的主要香气成分。

杏果实发育过程中会发生跃变期反应，其特征是呼吸速率突然增加并伴随乙烯的大量释放。这种跃变期反应促进了果实的快速软化、果皮变色和风味形成。由于杏果实成熟后容易腐烂，生产中通常采用低温储存和保鲜方法。然而，这种储存方式常常导致挥发性风味化合物的损失，降低果实成熟后的品质，从而引起消费者不满（Defilippi等人，2009年）。Defilippi等人发现，‘Castlebrite’杏成熟果实的乙酸乙酯、己醛和(E)-2-己烯醛含量较高。在0°C储存15天或30天后，这些化合物的含量显著下降，特别是乙酸乙酯在储存30天后几乎无法检测到（Defilippi等人，2009年）。另一项研究发现，当在接近冰点的温度下储存的果实转移到20°C的常温环境中4天后，HPL、ADH和AAT的活性可恢复到对照水平的70%–80%（Liu等人，2019年）。然而，这与我们的研究结果不一致，因为在25°C下储存1天后，这些酶的活性恢复效果不明显。

在本研究中，成熟杏果实被置于0–10°C条件下储存。在这种条件下，Mituoluo果实中的挥发性化合物（如己酸乙酯、丁酸乙酯、2-甲基丁酸乙酯和4-癸内酯）释放量很少。将果实放置在室温（25°C）下恢复1天后，这些挥发性物质的释放量有所增加，但仍显著低于持续在25°C储存的果实。在15°C的低温处理下，Mituoluo果实中关键挥发性化合物（己酸乙酯、丁酸乙酯、2-甲基丁酸乙酯和4-癸内酯）的释放量随储存时间延长而增加，但仍低于在25°C储存时的释放量。显然，低温会影响杏果实中挥发性风味化合物的释放。当成熟杏果实储存在0–10°C时，即使随后恢复到室温，其风味也会不可逆地丧失。相比之下，在10–15°C的低温处理下，杏果实中挥发性化合物的释放量显著高于在0–10°C储存时的释放量。值得注意的是，在10–15°C下储存后将果实转移到室温后，挥发性物质的释放量还会进一步增加。因此，10–15°C范围内的低温有助于保持杏果实的香气品质。

挥发性化合物在决定果实品质方面起着关键作用。然而，特别是在低温储存条件下，香气调控的分子机制尚未被充分理解。越来越多的证据表明，低温通过调节代谢和转录层面的关键通路显著影响挥发性物质的产生。例如，Peng等人（2024年）研究了低温对高香气‘Golden Empress’哈密瓜的香气损失，发现其在3°C储存后，果香酯类化合物的含量从782.8 μg/kg下降到53.7 μg/kg，说明酯类生物合成受到强烈抑制。转录组分析进一步显示，与挥发性物质生物合成相关的52个基因发生显著变化，如醇脱氢酶（ADH）、长链酰基-CoA合成酶（ACSL）和支链氨基酸氨基转移酶（ilvE）在低温下显著下调（Peng等人，2024年）。同样，在香蕉中，低温抑制了与香气相关的挥发性物质的产生，特别是酯类化合物，通过调节氨基酸和脂肪酸代谢的关键基因（包括脂氧合酶（LOX）通路相关基因（Zhu等人，2018年）。在桃（Prunus persica L.）中，低温不仅导致冷害，还显著减少了挥发性物质的积累。转录组分析表明，与LOX通路相关的基因对温度变化高度敏感，在香气形成中起重要作用（Zhang等人，2011年）。在草莓（Fragaria × ananassa）中也观察到了类似的现象，低温储存（4–8°C）导致广泛的转录重编程，大多数转录因子家族下调，而NAC和WRKY家族上调，同时醇酰基转移酶（AAT）显著下调，从而影响挥发性物质的释放（Baldwin等人，2023年）。在杏中，转录组研究显示多种转录因子和结构基因参与了香气生物合成（Zeng等人，2025年）。研究表明，‘Modesto’品种中香气化合物的积累与AAT、丙酮酸脱羧酶（PDC）、LOX和ADH基因的表达密切相关，特别是在果实成熟期间AAT的表达显著增加（González-Agüero等人，2009年）。此外，在‘Xiaobai’杏的低温储存过程中，酯类和酒精含量显著下降，LOX和AAT的表达水平与酯类积累呈正相关，表明酯类是果实采后品质的关键决定因素（Pei等人，2023年）。在本研究中，‘Chuanzhihong’和‘Mituoluo’果实的低温处理显著抑制了LOX和AAT的表达和活性，这两种酶对酯类生物合成至关重要。在0°C和5°C下，LOX和AAT的活性降至最低甚至无法检测到。这些结果表明，转录调控、酶活性和挥发性物质积累之间存在明确关联，为低温如何抑制杏果实香气形成提供了机制上的启示。

综上所述，我们的研究表明低温储存通过影响关键香气相关酶来改变杏果实中的挥发性化合物组成。随着储存温度的降低，挥发性化合物的多样性和含量显著减少，某些化合物在0–5°C时甚至无法检测到。值得注意的是，这些变化在转移到室温后无法完全逆转，表明低温对香气形成的抑制作用具有持久性。重要的是，低温主要通过协调下调脂氧合酶（LOX）通路和醇酰基转移酶（AAT）介导的反应相关基因和酶来抑制酯类生物合成。当温度降至0–5°C时，一些挥发性化合物甚至完全消失。在10–15°C的储存温度下，检测到更多种类和更高水平的挥发性化合物。即使将果实从低温条件恢复到室温后，相关酶的活性也无法恢复到控制水平。这些发现建立了低温储存下杏果实转录调控、酶活性和挥发性代谢物之间的机制联系，为杏果实储存管理提供了方法论和实用基础。

**作者贡献声明**

王华：撰写 – 初稿、验证、方法学、正式分析、数据管理。孙佩：验证、方法学、正式分析、数据管理。杨源：验证、方法学。于文健：验证、方法学。康彦辉：验证、方法学。李茂福：验证、方法学。周书婷：验证、方法学。孙向仪：验证、方法学。金敏：验证、方法学。金 Wanmei：撰写 – 审稿与编辑、撰写 – 初稿、监督、资金获取、概念构思。孙浩源：撰写 – 审稿与编辑、监督、资金获取、概念构思。王玉珠：撰写 – 审稿与编辑、监督、资金获取、概念构思。

**资助**

本研究得到了新疆自治区重点研发计划项目（2024B02019–3）和BAAFS科学研究项目（KJCX20230602）的支持。