逐步解析：夹竹桃科（Apocynaceae s.l.）中雌蕊群（gynostegium）的形成过程及其结构与发育变化

《Plant Biology》：Step by step: Floral structure and developmental changes to the formation of the gynostegium in Apocynaceae s.l.

　　摘要

花柱是夹竹桃科（Apocynaceae）中的一个关键花部创新结构，由花药和柱头头部融合而成，对授粉至关重要。我们通过比较早期和晚期分化的物种来研究这一复杂结构的发育过程，以阐明其形成和多样化的机制。利用光学显微镜和扫描电子显微镜分析了花蕾和花朵，从而详细研究了整个花发育过程中的形态和解剖特征。我们确定了花药粘连、连接和融合事件的时间和顺序。所有物种在花发育过程中都表现出花瓣的联合，这通常与生殖后融合一致；然而在Asclepias curassavica中，这一过程发生在更早的发育阶段，并显示出独特的发育模式。所有物种还表现出雄蕊丝与花冠管的连接。我们记录了雄蕊的逐步特化过程，包括雄蕊管的形成、花药的厚壁组织分化以及分泌组织的出现，特别是在APSA支系中。我们的发现表明，发育步骤超出了花药-柱头头部的简单融合。研究表明，生殖结构在功能和解剖结构上都被重塑，以形成花柱。花冠管的减少和雄蕊管的出现表明，从花冠到雄蕊群的授粉引导角色发生了转变，同时部分分泌功能从雌蕊群转移到了雄蕊群。这些结果为理解夹竹桃科花部复杂性的发育机制提供了新的见解。

引言

夹竹桃科是被子植物中最多样化的科之一，包含5,350个物种，分布在378个属中（Endress等人，2019年）。该科广泛分布于热带和亚热带地区，在热带美洲、南部非洲和东南亚等地区具有显著的多样性（Ollerton等人，2019年；Bitencourt等人，2021年）。它以多种物种而闻名，如长春花（Vinca spp.）、狗bane（Apocynum spp.）和马利筋（Asclepias spp.）。该科包含多种生长形态，从小型和大型树木到攀缘植物、灌木、藤本植物、草本植物、附生植物等（Fishbein等人，2018年；Ollerton等人，2019年；Bitencourt等人，2021年）。这种多样性也反映在它们的繁殖特征上。它们花朵的形态变异，以及部分物种中独特花柱结构的形成，使得夹竹桃科在花发育研究方面非常有趣（Fallen 1986年；Endress & Bruyns 2000年；Endress等人，2014年；Endress 2016年；Fishbein等人，2018年；Koch等人，2018年）。一般来说，该科的花朵具有几个显著特征：它们是五基数，具有合生花冠；雄蕊附着在花冠管上，与萼片相对排列并与花瓣交替，花药位于柱头头部上方或与其同高；有两个心皮，在子房基部或通过柱头部分融合；在子房基部、心皮壁或花药侧部有蜜腺（rauvolfioid和apocynoid等级）。观察到雄蕊与柱头头部之间的逐步连接，从最初分化的群体（rauvolfioid等级）中花朵的这些轮状结构完全分离，到最近分化的群体（apocynoid等级+Periplocoideae + Secamonoideae + Asclepiadoideae，APSA支系——Fallen 1986年；Endress & Bruyns 2000年；Endress 2016年；Fishbein等人，2018年；Endress等人，2019年）中这些轮状结构紧密连接。雄蕊群和雌蕊群逐步整合形成一个结构和功能上复杂的单元——花柱，被认为是该科的主要进化趋势（Fallen 1986年；Sim?es等人，2007年；Endress 2016年；Fishbein等人，2018年）。这种花部配置首先出现在APSA支系的祖先中，并在大多数群体中得以保持，这一复杂结构与授粉和花粉粒的传播机制密切相关（Fallen 1986年；Kunze 1991年；Fishbein 2001年；Fishbein等人，2018年）。在rauvolfioid等级的典型钟形花冠中，这种排列由花冠管引导；花药的位置有助于这种排列。通常，这些花朵在子房基部有蜜腺，传粉者的口器只能通过花冠管和花药之间的间隙进入（Fallen 1986年；Lopes & Machado 1999年）。在apocynoid等级的花朵中，由于花冠形态多样，花药通过连接组织部分附着在柱头头部（Fallen 1986年；Sim?es等人，2007年），雄蕊与花冠管的连接程度各不相同。花冠管和花药引导昆虫口器的路径。此外，柱头头部下部有一种粘性分泌物，类似于胶水（Fallen 1986年；Endress 2016年）。这种分泌物有助于传粉者口器的通过，帮助将可用的花粉粒附着在柱头头部进行授粉（Fallen 1986年；Sim?es等人，2007年）。在Asclepiadoideae的花朵中，花冠形态多样；花药通过细胞间连接或分泌物牢固地附着在柱头头部，雄蕊被描述为完全独立于花瓣（Kunze 1991年；Endress & Bruyns 2000年；Fishbein 2001年）。这种排列引导传粉者接触花粉块，花粉块在授粉过程中以聚集形式传输（Kunze 1991年；Fishbein 2001年；Endress等人，2014年）。聚集花粉的传播方式，以花粉块和花粉团的形式出现，可能在该科的多样化中发挥了关键作用。以前称为Asclepiadaceae的群体（包括Periplocoideae、Secamonoideae和Asclepiadoideae亚科）包含大约3,400个物种，使其成为夹竹桃科中最多样化的支系（Meve 2002年；Endress 2016年；Bitencourt等人，2021年）。尽管花柱在支持复杂而高效的授粉系统方面具有重要的生态作用，但我们仍无法推断其花部结构的发育过程。在花药和柱头头部开始融合的群体中，这一过程是通过柱头头部的分泌物实现的（Demeter 1922年；Fallen 1986年；Sim?es等人，2007年；Demarco 2014年，2017a；2017b；Monteiro & Demarco 2017年）。此外，还研究了构成花柱的轮状结构中的分泌结构，包括蜜腺分泌和形成花粉块装置的分泌物（Demarco 2014年，2017a，2017b；Monteiro & Demarco 2017年）。然而，不同花型之间的发育方面和结构融合仍缺乏比较研究。在此背景下，我们的研究旨在了解不同花型在花发育过程中的逐步形态变化，最终形成APSA支系中的花柱结构（Periplocoideae和Secamonoideae除外；见第2节）。这种比较方法尚未在当前定义的夹竹桃科范围内进行过研究，可能为花部结构的发育趋势提供有价值的见解。为了实现这一目标，我们选择了三种代表该科内显著形态变异的花型，并对其发育过程进行了比较分析：Aspidosperma australe Müll. Arg（rauvolfioid等级）代表了该科中最早分化的谱系，具有明显的花冠管和独立于柱头头部的雄蕊。Forsteronia glabrescens Müll. Arg（apocynoid群体）代表了该科中的一个中间谱系，其特征是旋转的花冠和伸出的雄蕊，以及结合成花柱的柱头头部。最后，Asclepias curassavica L.（Asclepiadoideae）具有钟形花冠和伸出的雄蕊，具有花粉块和明显的雄蕊冠。

材料与方法

所研究的三种夹竹桃科物种自然分布于巴西。Aspidosperma australe为乔木，分布于巴西的南部、东南部和中西部地区。其生境类型包括塞拉多（Cerrado）、河岸森林、半落叶季节性森林和雨林。Forsteronia glabrescens Müll. Arg为藤本植物和攀缘植物，分布于巴西的南部、东南部、中西部和东北部地区。它们出现在不同的生境类型中，包括塞拉多、河岸森林和半落叶季节性森林。Asclepias curassavica L.为陆生草本植物，分布于巴西的所有地区（南部、东南部、中西部、北部和东北部）。它们几乎出现在所有类型的植被中，包括人工改造区域、Caatinga（狭义）、塞拉多（广义）、河岸森林、Terra Firme森林、落叶季节性森林、半落叶季节性森林、雨林、混合雨林和Restinga（The Brazil Flora Group等人，2022年）。我们从自然种群中获取了A. curassavica和F. glabrescens的标本，从栽培个体中获取了A. australe的标本。含有收集材料的凭证标本存放在UEC标本馆（UNICAMP），编号分别为：Aspidosperma australe（UEC142027）、Forsteronia glabrescens（UEC208323）和Asclepias curassavica（UEC208328）。为了进行解剖分析，我们在野外从每个物种至少两个个体中收集了不同发育阶段的花蕾和开花花朵。样品用缓冲福尔马林固定（Clark 1981年），在乙醇系列中脱水，按照制造商的说明用（2-羟基乙基）甲基丙烯酸酯LeicaTM包埋，然后用Leica RM 2245旋转切片机进行横向和纵向切片（厚度5-8微米）。切片用toluidine blue（0.05%）在pH 4.7的醋酸钠缓冲液中染色（O'Brien等人，1964年，修改版），用水装片，并用Olympus BX51光学显微镜拍摄显微照片。对于表面分析，样品在乙醇系列中脱水，解剖后用Balzers CPD 03干燥器进行临界点干燥。然后将其安装在铝制载玻片上，并用Balzers Sputter SCD-050溅射镀膜机镀金。样品用JEOL JSM 5800LV扫描电子显微镜观察。SEM图像随后使用Adobe Photoshop软件进行人工着色。

结果

花器官学

Aspidosperma australe（图1a-c）、Forsteronia glabrescens（图1d-f）和Asclepias curassavica（图1g-i）具有完美的五基数花朵，由五个萼片、五个花瓣组成合生花冠、五个雄蕊和一个双心皮雌蕊群，子房上位。在A. australe中，萼片是独立的。花冠形成一个发育良好的管状结构，花瓣沿大部分长度连接，末端有短而自由的裂片。雄蕊附着在花冠管上，只有少量的花丝末端部分是自由的。花药位于柱头头部上方，与其分离。柱头沿大部分长度连接，形成共同的柱头头部，而子房在顶端部分融合。在F. glabrescens中，萼片是独立的，花冠合生，形成一个短管状结构，带有延长的自由裂片。雄蕊插入花冠管基部，并紧密排列在柱头周围。花药与柱头头部连接，形成花柱。柱头沿长度连接，子房上位，顶端部分融合。在A. curassavica中，萼片是独立的，花冠合生，具有短基部管状结构和反折的裂片。雄蕊相互连接，形成围绕子房和柱头的雄蕊管。花药牢固地连接到柱头头部，形成高度整合的花柱，带有花粉块。柱头沿大部分长度独立，但在柱头头部汇聚。心皮仅在基部融合。

(a–c) Aspidosperma australe Mull. Arg. (d–f) Forsteronia glabrescens Mull. Arg. 和 (g–i) Asclepias curassica L. 的花序组织：(a, d, g) 开花期的花朵；(b, e, h) 立体显微镜下的花朵细节视图；(c, f, i) 显示萼片（绿色）、花瓣（蓝色）、花药（黄色）、柱头头部（浅粉色）、心皮（深粉色）、花柱冠（紫色）和花粉块（黑色）的花图。Aspidosperma、Forsteronia和Asclepias物种的早期发育阶段

在所有分析的物种（A. australe、F. glabrescens和A. curassica）中，花轮的起始顺序是向心的，从最外层的花轮（萼片）开始，然后是花瓣、雄蕊和心皮（图2a–h）。在所有物种中，五个萼片和五个花瓣原基作为独立的侧翼出现，在起始时彼此明显分离（图2a,f）。在分析的阶段，未观察到花瓣原基基部有连续的环状分生组织环。花冠管仅在雄蕊原基出现后的后期发育阶段才变得明显（图2d,g,h）。在花瓣开始发育后，五个雄蕊原基在内部位置变得可见（图2b,d,g），同时花分生组织中心也开始形成两个独立的雌蕊原基（图2c,g）。在A. australe和F. glabrescens中，花原基呈圆锥形，萼片和花瓣分别且交替地开始发育，在早期发育阶段大小略有差异（图2a）。相比之下，在A. curassavica中，花原基是扁平的，萼片和花瓣几乎同时出现（图2f）。在所有物种中，雄蕊群和雌蕊群都是以独立原基的形式出现的，并且在发育初期彼此分离。图2在图查看器中打开

(a–c) Aspidosperma australe Mull. Arg. (d, e) Forsteronia glabrescens Mull. Arg. 以及 (f–h) Asclepias curassavica L. 的花发育过程，通过扫描电子显微镜观察。(a) 幼小的花蕾，具有已形成的萼片和两个花瓣原基。(b) 具有已形成的萼片、花瓣和雄蕊原基的花原基。(c) 具有已形成的萼片、花瓣、雄蕊和两个雌蕊原基的幼小花蕾。(d) 显示雄蕊伸长的幼小花蕾。(e) 雌蕊的伸长。(f) 萼片和五个花瓣原基的开始形成。(g) 具有已形成的轮生的幼花蕾。(h) 器官的伸长。萼片（绿色）；花冠（蓝色）；雄蕊群（黄色），雌蕊群（粉色）；ca：雌蕊；pe：花瓣；se：萼片；st：雄蕊。比例尺：A, C, E–H = 100 μm；B, D = 50 μm。Aspidosperma australe的花的中间和最终发育阶段

自从原基轮形成后，这些器官开始伸长。花瓣在背腹方向上变平，并在侧面增大，花瓣的边缘相互靠近，高度超过了雄蕊（图3a）。雄蕊和花瓣伸长后变得比雌蕊更高。在这个阶段，花瓣覆盖了雄蕊，并在背面形成了毛状物（图3a,b）。雄蕊发生背腹方向的扁平化（图3b）。随后，我们可以观察到花药是雄蕊中首先分化的部分（图3c），雌蕊的顶端相互靠近（图3b,c），雌蕊的基部区域也长出了毛（图3c）。花瓣的正面形成了毛状物，背面完全被毛覆盖（图3c）。雌蕊的顶端变细，形成了柱头（图3d）。花瓣的边缘形成锥形，通过表皮形成了细胞间的连接（图3d–f），从而形成了花冠管。相比之下，花瓣的顶端保持分离，形成了花冠的裂片。柱头的细胞形成了整体形状，该区域分化为柱头头部。雌蕊的基部区域开始分化（图3g）。花丝分化并与花冠管连接，形成了所谓的“雄蕊-花冠管”（根据Erbar & Leins 1996的定义），花丝与花药的连接是背侧的（图3g–h）。在这个阶段，可以观察到柱头的连接（图3h）。柱头顶端连接后，该区域伸长形成了卷轴状结构（图3i）。柱头顶端与卷轴状结构一起形成了柱头头部区域。雌蕊区域变得完全有毛，柱头进一步伸长（图3i）。花冠管伸长，将花药带到柱头头部，进入开花前的阶段，花冠管的背面和正面都变得完全有毛（图3j,m）。花药有两个药室和四个花粉囊（图3l），没有解剖学上的特殊结构。在开花前阶段，花药的高度超过了柱头头部，柱头的顶端限制在花药的基部区域（图3m）。图3在图查看器中打开

(a–d, g, i, j, m) Aspidosperma australe Mull. Arg. 在光镜（e, f, h, k, l）和扫描电子显微镜（a–d, g, i, j, m）下的中间和最终发育阶段。(a) 幼小的花蕾，雄蕊和雌蕊高度相似，花冠覆盖着它们。(b) 雌蕊的顶端相互靠近。(c) 花瓣被毛覆盖，花药在雄蕊内部分化。(d) 花冠管有一个断裂的融合部分（白色箭头），显示出融合和分离的花冠裂片。(e) 花冠管连接的细节（白色箭头）。(f) 放大的花冠管连接。(g) 雌蕊区域分化，花丝附着在花瓣上（白色箭头)。(h) 花丝与花瓣之间的连接（白色星形箭头）以及柱头顶端之间的连接（白色箭头)。(i) 雌蕊完全有毛，柱头头部区域分化。(j) 开花前的花蕾。(k) 卷轴状柱头顶端的细节，虚线圆圈。(l) 成熟的花药，含有发育中的微孢子。(m) 开花前的花蕾。萼片（绿色）；花冠（蓝色）；雄蕊群（黄色）；雌蕊群（粉色）；at：花药；ca：雌蕊；fi：花丝；ov：雌蕊；pe：花瓣；pg：花粉粒；se：萼片；sh：柱头；st：雄蕊；sy：柱头。比例尺：A–D, F–H, L = 100 μm；E = 50 μm；I = 200 μm；J = 1 mm；K = 0.5 mm；M = 500 μm。Forsteronia glabrescens的花的中间和最终发育阶段

在轮生结构开始形成后，雄蕊在背腹方向上变平，花药的远端区域和花丝的基部区域开始分化（图4a）。花瓣的边缘形成锥形。花冠管可见，同时雌蕊伸长（图4b,f），远端区域因柱头头部的分化而膨胀，基部区域也膨胀，雌蕊区域也开始分化（图4b）。在雌蕊周围发现了五个位于花瓣之前的蜜腺（图4b,c）。花药的顶端相对于花粉囊部分变平，花瓣的背面长出了毛（图4c）。柱头头部和雌蕊之间的区域变窄，标志着柱头分化的开始，花药的基部附属物开始分化（图4d）。柱头顶端的细胞变得圆润（图4d）并含有酚类物质（图4e），花丝的基部部分附着在花瓣上，形成后生连接（图4e）。花药的基部附属物伸长，位于花粉囊下方，所有器官都增大（图4f）。柱头的顶端仍然分离，但在该区域下方，柱头通过后生融合连接在一起，形成了柱头头部（图4g）。柱头头部变大，呈圆锥形（图4g）。雌蕊变得有毛，蜜腺在背腹方向上变平，呈层状（图4g）。所有器官再次增大（图4h）。在开花前阶段，还可以观察到花药的腹侧区域，在花丝插入处上方也长出了毛（图4g）。花丝和柱头的扩展超过了花蕾的内部空间，导致结构变得紧张（图4h）。在柱头头部的远端区域，可以看到酚类细胞（图4i）。花药变得分隔成多个腔室，花粉囊集中在其远端部分，而花药的基部附属物仍位于基部（图4h–j）。连接组织的背侧部分含有厚壁细胞，位于表皮层下方，两个花粉囊之间，花粉粒以单胞形式分散（图4i）。柱头头部的基部区域呈现五裂形状，含有延长的分泌细胞（图4h, j）。这个结构的每个裂片都与连接组织接触，连接组织在顶端有轻微的凸起（图4j）。在花药和柱头头部之间观察到分泌物（图4j）。还可以观察到连接组织中的延长细胞与柱头头部的裂片接触，此时柱头头部呈星形。尽管花粉粒继续以单胞形式释放，但这些花药和柱头头部的组合共同形成了雌雄蕊合生结构。图4在图查看器中打开

(a–d, f–h) Forsteronia glabrescens Mull. Arg. 在光镜（e, i, j）和扫描电子显微镜（a–d, f–h）下的中间和最终发育阶段。(a) 幼小的花蕾，含有雄蕊和雌蕊。(b) 雌蕊分化为柱头，雌蕊基部有蜜腺。(c) 轮生结构伸长的阶段。(d) 柱头、柱头和雌蕊的详细结构。(e) 花丝与花瓣连接（白色星形箭头），柱头头部的细胞含有酚类化合物。(f) 花药基部附属物的伸长。(g) 柱头顶端的变尖。(h) 柱头下部的伸长；花丝从腹侧插入（白色箭头)。(i) 柱头上部的细节，具有分叉的顶端；花药含有花粉囊和连接组织周围的厚壁细胞（白色箭头）；花粉囊含有花粉粒的单胞。(j) 柱头下部的细节，显示膨胀的部分和周围的上皮分泌细胞（白色星形箭头）；花药的腹侧和背侧含有厚壁组织（白色箭头）；柱头上皮与花药腹侧之间的连接（黑色箭头）。萼片（绿色）；花冠（蓝色）；雄蕊群（黄色），雌蕊群（粉色）；ap：花药基部附属物；at：花药；ca：雌蕊；fi：花丝；ov：雌蕊；pe：花瓣；pg：花粉粒；se：萼片；sh：柱头；st：雄蕊；sy：柱头。比例尺：A–D, F–H, L = 100 μm；E = 500 μm；I = 200 μm；H = 500 μm。Asclepias curassavica的花的中间和最终发育阶段

在四个轮生结构开始发育后，雄蕊在背腹方向上变平，花药的远端区域和花丝的基部区域开始分化（图4a）。花瓣的边缘形成锥形。花冠管可见，同时雌蕊伸长（图4b,f），远端区域因柱头头部的分化而膨胀，基部区域也膨胀，雌蕊区域也开始分化（图4b）。在雌蕊周围发现了五个位于花瓣之前的蜜腺（图4b,c）。花药的顶端相对于花粉囊部分变平，花瓣的背面长出了毛（图4c）。柱头头部和雌蕊之间的区域变窄，标志着柱头分化的开始，花药的基部附属物开始分化（图4d）。柱头顶端的细胞变得圆润（图4d）并含有酚类物质（图4e），花丝的基部部分附着在花瓣上，形成后生连接（图4e）。花药的基部附属物伸长，位于花粉囊下方，所有器官都增大（图4f）。柱头的顶端仍然分离，但在该区域下方，柱头通过后生融合连接在一起，形成了柱头头部（图4g）。柱头头部变大，呈圆锥形（图4g）。雌蕊变得有毛，蜜腺在背腹方向上变平，呈层状（图4g）。所有器官再次增大（图4h）。在开花前阶段，还可以观察到花药的腹侧区域，在花丝插入处上方也长出了毛（图4g）。花丝和柱头的扩展超过了花蕾的内部空间，导致结构变得紧张（图4h）。在柱头头部的远端区域，可以看到酚类细胞（图4i）。花药变得分隔成多个腔室，花粉囊集中在其远端部分，而花药的基部附属物仍位于基部（图4h–j）。连接组织的背侧部分含有厚壁细胞，位于表皮层下方，两个花粉囊之间，花粉粒以单胞形式分散（图4i）。柱头头部的基部区域呈现五裂形状，含有延长的分泌细胞（图4h, j）。每个裂片都与连接组织接触，连接组织在顶端有轻微的凸起（图4j）。在花药和柱头头部之间观察到分泌物（图4j）。还可以观察到连接组织中的延长细胞与柱头头部的裂片接触，此时柱头头部呈星形。这种花药和柱头头部的组合形成了雌雄蕊合生结构，尽管花粉粒仍在以单胞形式释放。图4在图查看器中打开

(a–d, f–h) Forsteronia glabrescens Mull. Arg. 在光镜（e, i, j）和扫描电子显微镜（a–d, f–h）下的中间和最终发育阶段。(a) 幼小的花蕾，含有雄蕊和雌蕊。(b) 雌蕊分化为柱头，雌蕊基部有蜜腺。(c) 轮生结构伸长的阶段。(d) 柱头、柱头和雌蕊的详细结构。(e) 花丝与花瓣连接（白色星形箭头），柱头头部的细胞含有酚类化合物。(f) 花药基部附属物的伸长。(g) 柱头顶端的变尖。(h) 柱头下部的伸长；花丝从腹侧插入（白色箭头)。(i) 柱头上部的细节，具有分叉的顶端；花药含有花粉囊和连接组织周围的厚壁细胞（白色箭头）；花粉囊含有花粉粒的单胞。(j) 柱头下部的细节，显示膨胀的部分和周围的上皮分泌细胞（白色星形箭头）；花药的腹侧和背侧含有厚壁组织（白色箭头）；柱头上皮与花药腹侧之间的连接（黑色箭头）。萼片（绿色）；花冠（蓝色）；雄蕊群（黄色），雌蕊群（粉色）；ap：花药基部附属物；at：花药；ca：雌蕊；fi：花丝；ne：蜜腺；ov：雌蕊；pe：花瓣；pg：花粉粒；se：萼片；sh：柱头；st：雄蕊；sy：柱头。比例尺：A–D, F = 100 μm；E, G, I–J = 200 μm；H = 500 μm。Asclepias curassavica的花的中间和最终发育阶段

在四个轮生结构中的器官开始发育后，它们经历了一个增大阶段，在此期间可以观察到花瓣在基部区域有短暂的连接。相比之下，大部分花瓣的延伸部分保持分离，雌蕊的顶端在侧面汇聚（图5a），呈现出棒状（图5b,c）。这个区域正在分化为合生的柱头头部。在这个阶段，花丝和花瓣基部之间有短暂的连接（图5c）。然而，它们几乎在整个长度上保持分离（图5c）。雄蕊由两个主要部分组成：花药和花丝。花药区域在顶端分化。包含花粉囊的部分位于下方（图5d）。花丝相互连接，在雌蕊周围形成了一个雄蕊管（图5d）。柱头头部在侧面完全接触。它在远端保持分离，呈棒状。然而，雌蕊的基部仍然保持分离（图5b–d）。花药的基部通过连接组织与柱头头部相连，方向为径向（图5d）。花药的复杂折叠和独特结构限制了柱头头部的空间，迫使柱头头部适应花药的特殊结构（图5e）。花药的侧缘向外延伸，形成了“花药翼”（图5e–g）。相邻花药的翼相互连接，形成了一个贯穿整个花药长度的狭窄空间，称为“引导轨”（图5f,g）。形成花药翼的突起含有木质化细胞，内侧部分的侧面与柱头头部的组织接触（图5g）。花药翼相遇的区域含有分泌细胞。可以在结构周围观察到分泌物（图5g）。花药顶端变得逐渐变细并变平，向柱头头部弯曲。这种弯曲暴露了形成传粉结构的部分，为传粉者提供了通道（图5f,i）。花药和柱头头部之间的连接区域增加，导致它们的器官几乎完全连接，形成了雌雄蕊合生结构（图5e和6a–f）。在这个阶段，可以观察到由花药下方的突起形成的冠部结构（图5e）。雄蕊管在引导轨对面形成了一个凹陷结构（图5e–f, h）。冠部起源于三裂结构（图5f）。冠部的侧裂片连接在一起，在中间裂片周围形成一个环，这个中间裂片比其他部分更长（图5h）。冠部持续伸长，直到其高度超过雌雄蕊合生结构（图5i）。这两个心皮仅在花柱的远端部分保持连接，靠近花柱头部，而花柱的自由部分则完全被雄蕊管包裹（图6a）。在横截面上，可以观察到雄蕊管的内表皮，它界定了心皮插入的五裂空间（图6b）。在花药的基部，即花粉囊所在的位置，与雄蕊管相连，雄蕊管位于更内部的位置。与这一结构相邻的是外表皮，由紧密排列的细胞组成，这些细胞具有密集的细胞质，表明该区域的雄蕊表皮具有分泌活性（图6b–f）。通过联合过程，心皮结合形成花柱头部，并随后扩大其体积（图6c–f）。当这一结构接近雌雄蕊合生的远端部分时，正在发育的花柱头部会将雄蕊管推向外围（图6e–f）。雌雄蕊合生的远端部分主要由花柱头部组成，其体积超过了雄蕊（图6f）。在这个连接点，花药和花柱之间的界限在特定区域内变得不可区分，表明这些器官已经完全融合（图6a–f）。花粉颗粒以花粉块的形式从花粉囊中散出（图6a,f）。花冠接受维管供应，并充满通气组织（图6g）。

图5：在图查看器中打开；PowerPoint

Asclepias curassavica L. 花朵的中后期发育阶段，分别在光学显微镜（c, g）和扫描电子显微镜（a, b, d–f, h, i）下的观察结果。(a) 年轻的花蕾，所有轮生结构均已形成，融合的花冠基部（白色箭头）位于一个短管中。(b) 分化的花柱顶端形成花柱头部，基部则分化为自由的心皮。(c) 心皮在顶端相连，在基部自由；花丝与花瓣基部重叠（星号）。(d) 花丝的腹侧区域围绕心皮形成雄蕊管（白色箭头），花柱头部上的虚线表示被移除的花药留下的痕迹。(e) 收缩的花柱头部展开并围绕花药折叠；花冠的形成始于花药下方的雄蕊管区域。(f) 发育初期的三裂花冠，相邻花药的翼部形成导向轨道（星号）；可见一个花粉块（黑色箭头）。(g) 相邻花药的细节，突出显示了含有厚壁组织的花药翼部以及花粉囊腹侧的厚壁组织区域（星号），花药翼顶部的分泌组织（箭头）。(h) 花冠的外裂片结合形成一个环，中间部分开始伸长。(i) 开花前的花蕾。萼片（绿色）；花冠（蓝色）；雄蕊群（黄色）；雌蕊群（粉色）；花冠（紫色）：anther：花药；aw：花药翼；ca：心皮；co：花冠；fi：花丝；gr：导向轨道；ov：子房；pe：花瓣；se：萼片；sh：花柱头部；st：雄蕊；stu：雄蕊管；sy：花柱。比例尺：A–B = 100 μm；C = 200 μm；D–F = 500 μm；I = 1 mm。

图6：在图查看器中打开；PowerPoint

在Asclepias curassavica L. 雌雄蕊合生过程中，花药和花柱头部的连接情况，以及在立体显微镜（纵向切片）和光学显微镜（横向切片）下的观察结果。(a) 开花前的花蕾，用虚线标出了所示的解剖切面位置。(b) 雌雄蕊合生体内的花药基部，近端导向轨道上有分泌细胞；心皮仍然自由，被雄蕊管包裹。(c) 心皮连接区域。(d) 心皮连接部分的逐渐扩大。(e) 心皮完全占据雄蕊管内表皮界定的区域。(f) 心皮与雄蕊管完全融合；在这个阶段，已经无法精确区分花药和花柱头部之间的边界。(g) 雄蕊冠的细节。星号：导向轨道；ar：通气组织；at：花药；ca：心皮；co：花冠；cp：花粉块；ep：表皮；ie：内表皮；oe：外表皮；po：花粉块；sh：花柱头部；st：雄蕊；stu：雄蕊管；sy：花柱。比例尺：A = 0.8 mm；B–E = 100 μm；F = 500 μm。

讨论

普遍认为，许多形态变化对于夹竹桃科花朵达到如此高级的协同组织程度是必不可少的。这一复杂的过程导致了雌雄蕊合生的形成，从而使得花粉块的形成成为可能，这属于一个涉及花柱头部和花药组织的复杂授粉系统（Endress 2016；Demarco 2017a, 2017b；Ollerton 等 2019）。我们的结果展示了夹竹桃科花朵发育过程中的一些步骤，并揭示了花冠管和雄蕊的变化。比较不同类型夹竹桃科花朵的发育过程。

在所分析的物种中，花器官通常作为独立的原基出现。因此，器官的联合主要被认为是后生的，尽管在A. curassavica中观察到的花冠管形成模式表明了一种不同的情况，这将在下文中讨论。特别是，其通过后生融合形成雌雄蕊合生的过程在文献中得到了广泛认可（Greyson 1994；Sim?es 等 2007；Kunze & Wanntorp 2008；Endress 2016；Heiduk 等 2020）。我们的分析重点是比较花瓣、雄蕊和心皮在雌雄蕊合生过程中如何以及何时发生变化，评估了（i）花冠管的形成；（ii）附生雄蕊；（iii）雄蕊的修改；（iv）分泌组织和花蜜；以及（v）针对花朵的喙状结构（图7）。

图7：在图查看器中打开

示意图展示了传粉者喙状结构进入花朵的过程。(a) Aspidosperma australe Mull. Arg. (b) Forsteronia glabrescens Mull. Arg. (c) Asclepias curassavica L. 关于花冠管的形成，花瓣融合成管状是夹竹桃科的一个显著特征（Fallen 1986；Endress & Bruyns 2000；Kunze 2005；Endress 2016；Fishbein 等 2018）。在唇形科植物中，花冠管的发育传统上被解释为早期花发育过程中的先天性合生（Erbar & Leins 1996；Ronse De Craene 2010）。然而，花器官的融合可能源于不同的发育过程。先天性融合涉及通过共同的基部分生组织形成复合结构，而后生融合则发生在最初分离的原基后来接触并粘附在一起时。尽管这些过程可能产生形态上相似的成熟结构，但它们在发生上是不同的（Verbeke 1992）。在狭义的夹竹桃科中，后生融合经常被认为有助于花冠管的形成（Sennblad 等 1998；Kunze 2005），尤其是在rauvolfioid和apocynoid等级中。然而，这并不是该科中唯一的发育途径。在Asclepiadoideae亚科中，花冠管的形成通常被解释为先天性的（Kunze 2005），尽管在Fockeeae和Marsdenieae等较少衍生的族中存在例外。Erbar & Leins（1996）指出，Asclepiadoideae中的花冠发育可能代表了早期和晚期合生之间的中间状态，其中花瓣原基分别出现，但它们的基部在雄蕊开始形成时迅速连接。重要的是，早期和晚期合生描述了先天性合生内的变异，而不是与后生融合的对比。同样，Verbeke（1992）报告说，在某些夹竹桃科植物中，管状结构的基部可能是由区域生长形成的，而上部则涉及花瓣基部的后生粘附，这突显了该科内的发育多样性。例如，在Ceropegia sandersonii Decne. ex Hook.中，花瓣原基自由出现，但花冠管的下部被解释为先天形成的（Heiduk 等 2020）。在这里分析的物种中，花瓣原基作为独立的侧翼出现，在早期发育过程中没有观察到连续的基部分生组织环。在A. australe和Forsteronia glabrescens中，花冠管仅在雄蕊开始形成后变得明显，此时相邻的花瓣逐渐接触，这种模式与后生融合一致。然而，在A. curassavica中，管状结构的形成发生在更早的发育阶段，反映了花瓣开始和管状结构形成之间的较短的时间间隔。尽管花瓣原基最初是独立的，但该物种的发育证据并未清楚地证明在管状结构形成期间花瓣之间存在表皮连续性，这与典型的后生融合情况不符。此外，通常与先天性融合相关的额外特征，如中间分生组织的存在或共享的维管束，在同一物种中并未观察到，最近的维管分析表明花瓣之间没有共享的维管束（Alves 等 2026）。综合这些观察结果，使得对A. curassavica中花冠管形成的解释变得复杂。由于缺乏后生粘附的明确证据，这种情况最好结合Asclepiadoideae亚科的先前研究来讨论，其中花冠管的形成通常被解释为先天性的（Erbar & Leins 1996；Kunze 2005）。因此，虽然后生过程在这里研究的分类群中似乎占主导地位，但A. curassavica中的花冠管形成可能代表了一种独特的发育情况，突显了夹竹桃科中合生现象的发育多样性。A. curassavica中观察到的较短的时间间隔可能有助于解释以前在Asclepiadaceae中分类花冠管起源时的困难，正如Erbar & Leins（1996）所指出的。花瓣原基出现与花冠管形成之间的时间间隔可能是决定管状结构长度的一个关键因素。这个间隔足够长，可以消除关于花冠管后生起源的任何不确定性，特别是在早期分化的夹竹桃科分类群中。我们的结果证实了这一理解。例如，在A. australe中，花瓣基部的融合与心皮花柱的分化同时发生，花冠管相对较长。在F. glabrescens和A. curassavica中，花冠管的形成似乎发生在心皮开始之后，处于较晚的发育阶段，且比Aspidosperma的花冠管更短。然而，在这里分析的物种中，A. curassavica的花冠管最短，可能是最先形成的。除了F. glabrescens和A. curassavica的花冠管较短外，我们还观察到F. glabrescens和A. curassavica中的花药位于与花柱头部相同的高度。相比之下，在A. australe中，花药位于花柱头部之上。尽管我们的数据表明花冠管形成的时间间隔可能与花冠管的长度有关，但需要进一步的研究来涵盖更广泛的分类群以证实这些发现。Fishbein等人（2018）在广泛的特征进化分析中研究了花冠形式的转变。夹竹桃科的祖先花冠很可能是漏斗形的，而在APSA支系中，推断为钟形。对于Periplocoideae、Secamonoideae和Asclepiadoideae，祖先状态仍然不明确，尽管在Asclepiadoideae的较深节点中更可能出现管状和壶形花冠之间的转变。Fishbein等人（2018）的研究还讨论了雄蕊的伸出情况，指出尽管仍不确定，但花药插入花冠管的情况更可能起源于Asclepiadoideae的较深节点，随后在整个科中出现了部分伸出和完全伸出的形式。然而，对于Secamonoideae + Asclepiadoideae支系的祖先，伸出雄蕊被认为是特征性条件。我们的发育证据与这些结果一致，表明花冠管逐渐变短，雄蕊逐渐从花冠上分离。考虑到雄蕊与花冠管的连接（“附生雄蕊”），我们的发现表明，在APSA支系中分析的物种中，雄蕊与花冠管的关联正在减弱。我们可以通过花丝插入程度的变化来验证这一点，从A. australe（rauvolfioid等级）的完全整合到F. glabrescens（apocynoid等级）的最低限度插入，再到A. curassavica（Asclepiadoideae）的完全分离。附生雄蕊是菊类植物中的常见特征（Erbar 1991；Erbar & Leins 1996；Ronse De Craene 2010），在狭义的夹竹桃科中也很常见（Fallen 1986；Endress & Bruyns 2000；Kunze 2005；Fishbein 等 2018）。我们的发现显示，在A. australe中，花丝完全插入花冠管，花药位于管状结构的远端部分，紧贴花冠裂片下方。相比之下，在F. glabrescens和A. curassavica中，花丝仅在上部区域与花冠管相连，其余部分则保持分离状态。整个可育花药位于花冠管的上部，超过了柱头，这是Apocynaceae科早期分化植物的特征，这在大多数rauvolfioid物种中都有观察到。相反，在apocynoid类群中，花药的特点是它们在中部插入花冠管，并与柱头平行排列（Fallen 1986），花粉囊仅限于花药的远端部分，位于柱头之上。后来，“花药插入”被用作区分rauvolfioid和apocynoid类群的特征状态，同时也适用于Asclepiadoideae亚科，后者描述为花药插入花冠管的基部区域或直接附着在花托上（Endress & Bruyns 2000）。除了花丝与花冠管之间的连接减弱外，我们的研究还发现，即使在成熟花朵中花丝看起来完全脱离花冠管的物种中，在花发育初期仍然可以观察到短暂的花瓣连接（如A. curassavica所示）。这表明，尽管花冠和花丝连接的延伸逐渐减少，但在较新的类群中，这种连接在花发育的初始阶段仍然存在。另一个值得关注的方面是花药的改造，包括花药的塑性和厚壁细胞以及分泌活动（如下所述）。花药从相对简单且自由的状态（如大多数被子植物那样，具有四个花粉囊）到附着在柱头上的状态不等，在Asclepiadoideae亚科中，部分花药含有厚壁细胞，具有特化的连接组织，每个花药的花粉囊数量减少。花丝的插入方式可以是背侧的（如Aspidosperma），腹侧的（连接组织上有毛垫，Fallen 1986及Forsteronia），或者形成花药管（如A. curassavica）。Wanntorp（1988）将花药背侧的厚壁部分称为“盾状连接组织”。随后，Pichon（1948）将这种组织视为花药的特化，并提出了“花药托”一词来指代连接组织腹侧的不育、非厚壁部分，该部分直接附着在柱头上，形成雌雄蕊柄。后来，“花药托”一词被进一步明确为“花药托”，以避免与兰科植物中的同名结构混淆（Sim?es et al. 2007）。在被子植物中，花药中的厚壁组织并不常见，当它出现时，通常是响应不同的选择压力而独立演化的（Schmid 1972）。连接组织背侧发育的毛具有两个作用：帮助花药与柱头之间的粘附，以及通过作为“刷子”帮助清除昆虫口器上的花粉颗粒来促进授粉过程（Pichon 1948；Fallen 1986）。我们的结果表明，即使在较新的类群中，花药的特化仍然存在，如A. curassavica（Asclepiadoideae亚科）所示。在该物种中，厚壁细胞不仅在连接组织的背侧发育，也在花药翼的侧面发育。这些结构有助于该类群中引导轨道的界定。除了这些改造外，每个花药的花粉囊数量也减少了，从Asclepiadoideae亚科物种的四个减少到两个。Endress（2016）提出了Asclepiadoideae亚科花药侧翼上不育且增强的组织形成与两个背侧花粉囊丧失之间的联系。然而，我们无法将这一观点应用于apocynoid类群物种，因为这些物种的花药中广泛存在厚壁细胞。进一步研究Secamonoideae和Periplocoideae亚科的花朵（其花药具有四个花粉囊）将有助于理解花粉囊减少与厚壁翼发育之间的关系。关于分泌活动，我们的发现在F. glabrescens中证实了柱头基部的分泌活动，这一点之前已被Fallen（1986）和Sim?es et al.（2007）报道。同样，在A. curassavica中，花丝管似乎也具有分泌功能，特别是在引导轨道区域。Demarco（2017b）研究了Asclepiadoideae亚科物种花药中的这些分泌区域，证明引导轨道的内部区域和花药翼区域都表现出分泌活动。他将这种分泌与授粉过程联系起来，即引导轨道区域的分泌物有助于授粉者口器与花药的粘附，并在授粉者从柱头上取下花粉块时促进花粉块滑入花朵。同样，Forsteronia L.和Apocynum L.（Fallen 1986；Endress 2016）以及Mesechiteae族（Sim?es et al. 2007）中柱头产生的分泌物也与授粉过程有关，有助于花粉颗粒附着在授粉者口器上。将我们的结果与现有文献结合起来，我们认为在apocynoid类群中观察到的复杂授粉过程中的分泌物是从雌蕊群迁移到雄蕊群的。同样，我们还可以观察到蜜腺的产生功能似乎也从雌蕊轮迁移到了雄蕊群。在家族早期分化的类群中，如Aspidospermateae族，尚未发现蜜腺的存在；然而，据报道A. quebracho-blanco（Lin & Bernardello 1999）和A. australe（Russi et al. 2025）的卵巢周围存在蜜腺。在rauvolfioid和apocynoid类群中，卵巢基部的蜜腺已被广泛报道（Woodson & Moore 1938；Fallen 1986；Endress & Bruyns 2000；Endress et al. 2014）。然而，在Asclepiadoideae亚科中，蜜腺不再与雌蕊群相关联。Demarco（2017a, 2017b）将蜜腺的产生功能归因于与雄蕊群相关的组织，如花药冠和花药管组织。本研究中的物种展示了蜜腺从雌蕊群向雄蕊群的转变。在A. australe（rauvolfioid）中，厚壁细胞不仅在连接组织的背侧发育，也在花药翼的侧面发育。这些结构有助于该类群中引导轨道的界定。除了这些改造外，每个花药的花粉囊数量也减少了，从Asclepiadoideae亚科物种的四个减少到两个。Endress（2016）提出了Asclepiadoideae亚科花药侧翼上不育且增强的组织形成与两个背侧花粉囊丧失之间的联系。然而，我们无法将这一观点应用于apocynoid类群物种，因为这些物种的花药中广泛存在厚壁细胞。进一步研究Secamonoideae和Periplocoideae亚科的花朵（其花药具有四个花粉囊）将有助于理解花粉囊减少与厚壁翼发育之间的关系。关于分泌活动，我们的发现在F. glabrescens中证实了柱头基部的分泌活动，这一点之前已被Fallen（1986）和Sim?es et al.（2007）报道。同样，在A. curassavica中，花丝管似乎也具有分泌功能，特别是在引导轨道区域。Demarco（2017b）研究了Asclepiadoideae亚科物种花药中的这些分泌区域，证明引导轨道的内部区域和花药翼区域都表现出分泌活动。他将这种分泌与授粉过程联系起来，即引导轨道区域的分泌物有助于授粉者口器与花药的粘附，并在授粉者从柱头上取下花粉块时促进花粉块滑入花朵。整合我们的结果与现有文献，我们认为在apocynoid类群中观察到的复杂授粉过程中的分泌物是从雌蕊群迁移到雄蕊群的。同样，我们还可以观察到蜜腺的产生功能似乎也从雌蕊轮迁移到了雄蕊群。在家族早期分化的类群中，如Aspidospermateae族，尚未发现蜜腺的存在；然而，据报道A. quebracho-blanco（Lin & Bernardello 1999）和A. australe（Russi et al. 2025）的卵巢周围存在蜜腺。在rauvolfioid和apocynoid类群中，卵巢基部的蜜腺已被广泛报道（Woodson & Moore 1938；Fallen 1986；Endress & Bruyns 2000；Endress et al. 2014）。然而，在Asclepiadoideae亚科中，蜜腺不再与雌蕊群相关联。Demarco（2017a, 2017b）将蜜腺的产生功能归因于与雄蕊群相关的组织，如花药冠和花药管组织。本研究中的物种展示了蜜腺从雌蕊群向雄蕊群的转变。在A. australe（rauvolfioid）中，蜜腺在形态上无法区分，但据报道该物种和属的卵巢基部存在蜜腺组织（Lin & Bernardello 1999；Russi et al. 2025）。在F. glabrescens（apocynoid）中，我们可以在卵巢周围观察到五个蜜腺，在A. curassavica中，观察到与花药部分相关的分泌结构，也没有任何形态上明显的结构（Demarco 2017a, 2017b）。花药与柱头之间的连接形成雌雄蕊柄。

我们的研究揭示了花药与柱头之间三种不同的接近阶段。在A. australe中，它们的接近仅由于花冠管狭窄且内部有绒毛，因为花药和柱头完全分离。在F. glabrescens中，柱头的延长细胞与花药的腹侧细胞（花药连接组织）交织在一起，该区域也被柱头的分泌物覆盖。在A. curassavica中，发生了两次连续的连接事件：花丝融合形成花药管，随后近端花药通过组织融合附着在柱头上。这三个花药-柱头连接阶段在家族文献中已有明确记载，并长期以来被认为是区分Apocynaceae科内不同类群的重要形态特征（Pichon 1950；Fallen 1986；Endress & Bruyns 2000；Sim?es et al. 2007）。花药与柱头之间的连接通过毛或花药腹侧的延长表皮细胞以及分泌物实现，这一点之前已被Sim?es et al.（2007）针对Mesechiteae族和Fallen（1986）针对apocynoid类群（如Echitoideae）详细描述。在Forsteronia和Apocynum中，这种分泌物可能以小胶状颗粒的形式存在，有助于捕获授粉者的花粉颗粒，这一创新被认为是更衍生类群中花粉块传递结构的前身（Demeter 1922；Fallen 1986；Nilsson et al. 1993；Endress 2016）。关于花药与柱头之间的连接，无论是通过分泌物还是通过后生融合形成雌雄蕊柄，这一特征很可能首先出现在APSA支系的最近共同祖先中（Wanntorp 1988；Judd et al. 1994；Livshultz et al. 2007；Fishbein et al. 2018），随后在Holarrhena R.Br.和Spirolobium Baill.（Malouetieae）中独立退化。Fishbein et al.（2018）强调，雌雄蕊柄形成的结构刚性在整个系统发育过程中与rauvolfioid类群中花药相对于柱头的位置不稳定性形成对比。关于花药与柱头连接的时间，我们的研究表明在F. glabrescens中，这种连接仅在花发育的最后阶段发生，此时柱头已经完全分化且分泌功能已经建立。相比之下，在A. curassavica中，连接发生在更早的阶段。这种连接表明，随着这一特征的建立，其表达时间提前到了花发育的早期阶段。大多数关于花异时性的研究强调器官已经形成的情况，时间调整主要导致大小和形状的变化（Box & Glover 2010；Buendía-Monreal & Gillmor 2018；Ronse De Craene 2024）。相比之下，我们的结果表明形成雌雄蕊柄的连接发生得更早，因此随着这一特征在家族中的建立，其表达时间提前到了更早的发育阶段，解释了连接程度的梯度变化。关于授粉者口器进入花朵的不同方式，我们的研究表明在A. australe中，花冠管的高度超过了花药，并且除了内部的绒毛外，还使花药彼此靠近，限制了授粉者进入花朵中心的路径；而在F. glabrescens中，花冠管仅限于上部区域，在开花时，雌雄蕊柄结构完全暴露在环境中和授粉者面前（图7a,b）。因此，除了在授粉过程中引导口器外，花药还需要支持才能完成授粉。在F. glabrescens花朵中，添加到花药上的厚壁组织、与柱头的连接以及花丝的位置可以发挥这一作用，或者在花冠管较短且不如rauvolfioids（以及一些apocynoid）物种那样狭窄的其他花朵中也是如此。厚壁组织主要提供机械或结构支持（Evert 2006），这与apocynoid物种中厚壁花药的支撑作用一致。在Apocynaceae科中，厚壁组织的存在是一种功能性的共同适应，它细化了授粉机制（Fallen 1986）。在最近分化的物种中，如Asclepiadoideae亚科，花丝是连生的，形成花药管。在这个类群中，支持不仅限于花药；它扩展到整个雄蕊群（图7c）。花药管是自由的或大部分自由地脱离花瓣，有助于保持雌雄蕊柄的抬高。Kunze（1991）强调了授粉过程中必不可少的适应装置，如充满花蜜的花丝管、花药裂口（授粉者口器通过该裂口）以及帮助引导授粉者的花药冠。Demarco（2017b）还提到了引导轨道区域的蜜腺产生。在A. curassavica中，我们还可以在解剖切片中观察到花药冠的内部充满了通气组织（图6g）。这种适应可以为雌雄蕊柄提供结构支持，因为空气填充的结构使花药冠更轻，并与花丝管和花药一起赋予雌雄蕊柄稳定性。在较早分化的物种中，狭窄的花冠管和毛确保花药靠近柱头，从而在授粉过程中引导授粉者口器（Fallen 1986；Fishbein et al. 2018）。然而，如前一节所讨论的，大多数衍生分类单元中的花药从花冠管分离并牢固地附着在柱头上。因此，引导传粉者口器的功能从花冠管转移到了雄蕊群。此前有研究表明，在花粉传递过程中，雌雄蕊合生体取代了花冠的引导作用（Fallen 1986）。这可能解释了该科中雌雄蕊合生体的不可逆性，反映了由这种功能转变所驱动的选择压力（Fishbein等人2018）。雌雄蕊合生体近端部分的厚壁组织特化以及连接花药与柱头的毛状结构，都是为了适应这种功能替代而进化出来的（Fallen 1986）。我们的研究结果支持这些观点，并且我们还想强调另一个转移到雄蕊群的结构作用。总之，我们的分析表明，除了引导传粉外，机械支撑功能也从花冠转移到了雄蕊群，这对传粉过程至关重要。由于花的资源是花蜜，产生花蜜的结构/组织不再位于雌蕊群内部或周围的蜜腺中，而是由雄蕊产生的。同样，分泌促进花粉传递的物质的功能也从柱头转移到了雄蕊。

**结论**

我们的分析首次提供了夹竹桃科代表性花型的比较研究，强调了导致APSA支系中雌雄蕊合生体形成的花部演化过程，并突出了功能转移在这些过程中的作用。我们发现，花瓣起始与花冠管发育之间的时间顺序显著影响了对该科花冠管起源的解释，并似乎与花冠管的长度有关。在所研究的物种中，花冠管的发育通常与生殖后过程同步进行，尽管在A. curassavica中观察到的发育模式表明这种解释可能并不适用于整个夹竹桃科。我们还观察到，在该科中较新分化的群体中，雄蕊与花瓣的连接结构趋于简化，如在Forsteronia和A. curassavica中看到的那样。尽管雄蕊与柱头的连接对于高度特化的夹竹桃科传粉系统的演化至关重要，但我们的结果显示其他花部改造也是必要的，并在其形成中发挥了重要作用。比较胚胎学证据表明，与雌雄蕊合生体演化相关的主要变化包括花冠管的发育、雄蕊与花瓣连接程度的变化以及雄蕊（尤其是花药）的特化，这些特化使得它们能够附着在柱头上。其中，雄蕊的特化在雌雄蕊合生体的逐步建立过程中尤为重要，包括雄蕊连接组织的发育、花药的厚壁组织以及由花丝自由部分起始的雄蕊管的形成。这些改造为雌雄蕊合生体提供了机械支撑，并通过引导传粉者的口器来辅助传粉过程，如在Forsteronia和Asclepias中观察到的那样。在这种进化背景下，我们的结果支持了早期研究的结果，即最初由花冠管执行的引导和支持传粉者口器的功能逐渐转移到了雄蕊群。我们的结果还证实了在整个科中从雌蕊群到雄蕊群的功能转移现象，例如从柱头和与卵巢相关的蜜腺到花药组织的分泌功能转移。这种转移与吸引（花蜜分泌）、传粉者引导以及传粉促进等功能有关，这些功能通过雄蕊群的形态和组织学特化得以实现，对于雌雄蕊合生体的形成以及夹竹桃科高度复杂的传粉系统的建立至关重要。由于我们的结论基于每个科的一个物种，因此更广泛的分类采样对于深入理解该科的花部发育过程至关重要。未来包括由于地理限制未在此研究的亚科（如Periplocoideae和Secamonoideae）的研究将特别重要，有助于评估参与花冠管发育的多样性，并为夹竹桃科中雌雄蕊合生体的起源提供新的见解。

**作者贡献**

DMA：手稿起草、材料收集和数据分析；LSS：数据分析及手稿草稿的修改；IK和JLSM：工作监督及手稿草稿的修改。所有作者都审阅了结果并批准了最终版本的手稿。

**致谢**

作者感谢J.C. Galv?o、S.H.M. Júnior、B.F. Teófilo和D. C. da Silva在实验室和野外工作方面的帮助，感谢S.M. Carmello-Guerreiro、J.P. Basso-Alves、S.K.V. Bonifácio、M.F. Alves和S.P. Teixeira对手稿早期版本的严格审阅。同时感谢UNICAMP植物解剖学实验室（Laboratório de Anatomia Vegetal）和电子显微镜实验室（Laboratório de Microscopia Eletr?nica - LME-UNICAMP）提供的技术支持；我们也感谢他们提供的设备和帮助。本研究得到了CAPES（授予D.M.A.的奖学金88882.329223/2010-01）和CNPq生产性资助（授予I.K.的编号315048/2021-2，以及J.L.S.M.的编号309175/2023-2）的支持。本文的发表费用由巴西高等教育人员培训协调委员会（CAPES）资助（ROR标识符：00x0ma614）。

**数据可用性声明**

由于本研究期间没有生成或分析任何数据集，因此不适用数据共享的规定。