综述：副黏病毒反向遗传学系统优化策略与新兴人工智能应用

《Animals and Zoonoses》：Paramyxovirus Reverse Genetics System Optimization Strategies and Emerging Artificial Intelligence Applications

　　

反向遗传学作为病毒学研究的重要基石，可实现从克隆互补DNA（cDNA）中从头生成病毒，从而精确研究病毒生物学特性。该技术对副黏病毒科（Paramyxoviridae）尤为重要，该科包含尼帕病毒（NiV）、小反刍兽疫病毒（PPRV）和新城疫病毒（NDV）等主要的人畜共患病病原体。尽管多种副黏病毒的反向遗传学系统已成功建立，但当前的反向遗传学系统仍面临病毒拯救效率低、系统复杂、稳定性差以及大片段基因组cDNA操作困难等重大挑战。为此，研究人员在基因组模板、辅助蛋白和宿主系统方面进行了大量改进。现有进展包括优化的启动子系统（T7、CMV）、简化的质粒系统和工程化细胞系，而潜在的改进方向主要在于快速病毒cDNA组装技术、高容量载体以及人工智能（AI）作为变革性工具的革新。随着AI驱动工具的发展，未来有望实现部分病毒基因组的补全、自动化密码子优化、病毒拯救效率提升以及实验流程的优化。通过持续的技术改进和跨学科整合，反向遗传学将变得更加高效和智能化，从而显著推动副黏病毒基础研究和疫苗及治疗药物的开发。

2.1. 反向遗传学原理

反向遗传学与经典遗传学相反，其从基因型到表型的操作方式是通过人工操控基因序列来研究基因结构、功能及其对病毒表型的影响。该技术的核心是"病毒拯救"，即从克隆的病毒基因组互补DNA（cDNA）中人工产生具有感染性的病毒颗粒。对于包括副黏病毒在内的非分节段负链RNA病毒（NNSVs），基因组cDNA本身不具有感染性。成功的病毒拯救需要在适宜的宿主细胞内重建核糖核蛋白（RNP）复合物，这是其最小功能复制单位。该复合物由病毒基因组RNA、核蛋白（N）、磷酸化蛋白（P）和大型RNA依赖性RNA聚合酶（RdRp，L蛋白）组成。因此，典型的拯救策略是将表达病毒抗原基因组RNA的质粒与表达N、P和L蛋白的多个辅助质粒共转染细胞。细胞转录系统产生病毒RNA，随后与表达的辅助蛋白组装成RNP，从而启动病毒复制和转录，最终产生子代病毒颗粒。值得注意的是，许多副黏病毒（如NDV）的基因组遵循"六的法则"，即基因组长度必须是6的倍数，这是病毒高效复制的前提条件，在基因组修饰时必须遵守。

2.2. 现状

自首次开发以来，反向遗传学技术经历了实质性的方法学演进，从依赖辅助病毒的方法发展为完全自主的基于质粒的系统，极大地推进了副黏病毒研究。至今，反向遗传学系统已成功建立于副黏病毒科及多种相关NNSV成员，包括人副流感病毒1、2、3和4型（HPIV-1 protagonistas、RSV、人偏肺病毒（hMPV）、牛副流感病毒3型（BPIV3）和禽副黏病毒等，为这些重要病原体的研究和疫苗开发奠定了基础。反向遗传学系统在疫苗开发方面已取得显著成果。例如，通过引入精确的减毒突变，已开发出基于cDNA的HPIV3候选疫苗rcp45，该疫苗在婴幼儿中显示出良好的安全性和免疫原性。NDV作为疫苗载多功能性也得到了验证，通过工程化表达异源病毒蛋白（包括H9N2或H5N1禽流感病毒的血凝素（HA）蛋白和禽呼肠孤病毒的σC蛋白），实现了广谱抗病毒保护。此外，反向遗传学还成功应用于工程化携带额外治疗转基因的重组溶瘤副黏病毒（尤其是NDV）的构建，用于癌症治疗。同时，报告基因整合入病毒基因组促进了报告病毒的生成。一个典型例子是重组BPIV3-eGFP病毒，该病毒已成功用于体外高通量抗病毒化合物筛选，通过监测荧光强度变化实现药物疗效的快速评估，显著提高了筛选效率。

2.3. 当前挑战

尽管副黏病毒反向遗传学系统取得了显著成功，其实际应用仍面临若干技术挑战。首要问题是病毒拯救效率普遍较低。拯救效率受多种因素影响，包括辅助蛋白表达质粒的具体类型和相对比例，以及细胞系类型。宿主细胞中的质粒共转染效率是一个主要瓶颈。即使成功，病毒回收率往往仍不理想，从而限制了其在基础研究和转化应用中的使用。系统优化的复杂性是另一重大障碍。通常需要四至六个质粒：一个编码全长病毒抗原基因组的质粒（通常侧翼连接核酶以产生精确的末端），以及三个或四个分别表达必需病毒蛋白（N、P、L）或RSV中的M-2的质粒，它们形成具有复制能力的RNP复合物。可选地，如果使用T7启动子系统，还需要另一个提供T7 RNA聚合酶的质粒。这种多质粒 setup 要求精确共递送至同一细胞。启动子系统的选择（如噬菌体T7或细胞RNA聚合酶II）增加了另一层复杂性，因为T7启动子的非模板化核苷酸添加等因素可能与严格的"六的法则"基因组长度要求冲突，显著阻碍拯救效率。此外，系统稳定性不足也是常见问题。许多已建立的副黏病毒反向遗传学系统在重复实验中表现出不稳定性。这种变异性可能源于多种来源，包括重组病毒在连续传代过程中的遗传漂变、对特定基因组修饰的敏感性、质粒构建缺陷、细胞状态变化或转染效率不一致。基因组长度和稳定性带来固的困难。副黏病毒基因组相对较大（15-19 kb），使得全长cDNA克隆的准确构建具有挑战性。此外，这些大片段cDNA构建体在常规质粒载体中维持时常表现出不稳定性。总体而言，副黏病毒反向遗传学系统的关键问题包括病毒拯救效率低、系统复杂、系统不稳定以及全长cDNA克隆的构建和维护困难。这些挑战共同阻碍了基础病毒学研究和疫苗或治疗药物的开发，突显了 need for更 robust 和高效的拯救平台。

3. 现有改进和未来方向

为增强反向遗传学系统的效率、稳定性和应用范围，研究人员在基因组模板、辅助蛋白和整体拯救系统方面实施了众多技术改进。

3.1. 基因组模板的改进

优化编码病毒基因组的主要质粒是提高病毒拯救效率和灵活性的核心。关键改进包括优化的启动子系统、环化聚合酶延伸反应（CPER）和OriCiro等快速基因组组装技术的发展，以及细菌人工染色体（BAC）和基于TAR的酵母系统等稳定高容量克隆载体的应用。这些创新共同改善或促进了拯救效率，推动了副黏病毒的发展。

3.1.1. 现有改进：T7/CMV启动子系统和微型基因组平台

早期副黏病毒反向遗传学系统主要依赖T7启动子，因其具有较高的转录效率和特异性。然而，该系统的主要缺点是操作复杂，需要共转染T7聚合酶表达质粒、感染痘苗病毒或使用稳定表达T7聚合酶的工程化细胞系。为克服这一局限，后期系统采用了细胞巨化病毒（CMV）启动子，这是一种RNA聚合酶II（Pol II）启动子，在标准哺乳动物细胞中即可有效发挥作用，无需外源乡村RNA聚合酶。最近，为塞内卡病毒A（SVA）开发的双启动子系统可通过真核（CMV）和原核（T7）RNA聚合酶途径实现快速病毒拯救，为研究病毒致病机制和开发疫苗提供了多功能工具。T7启动子提供更高的转录效率，而CMV启动子在标准哺乳动物细胞系中具有更广泛的应用性。因此，这两种系统的选择应根据具体实验需求，包括期望的拯救效率、宿主细胞范围和可用资源。除启动子优化外，微型基因组系统是研究副黏病毒复制机制和促进抗病毒药物发现的强大安全平台，在高通量应用方面具有重要潜力。微型基因组包含最少的病毒顺式作用元件，包括3'和5'非翻译区，同时用荧光素酶等报告基因替代病毒编码序列，在不会产生感染性病毒颗粒的情况下维持真实的转录和复制功能。目前，微型基因组系统已广泛应用于副黏病毒及相关NNSV的反向遗传学。例如，RSV和BPIV3的微型基因组系统已成功用于分析病毒复制机制和筛选抗RSV化合物。与产生感染性病毒颗粒的全长反向遗传学系统不同，微型基因组方法从根本上规避了与致病性相关的生物安全，同时保留了真实的病毒RNA合成机制。此外，微型基因组系统对高通量筛选格式的适应性代表了比传统空斑法更的重大进步，可高效筛选靶向病毒聚合酶复合物或必需宿主因子的化合物。此外，该平台还可在确认全长病毒构建之前优化反向遗传学的关键参数。启动子驱动的全长系统和微型基因组系统共同面临的关键挑战是确保病毒基因组的精确末端，这对病毒RNA依赖性RNA聚合酶（RdRp）的识别和后续复制至关重要。为此，通常将锤头状核酶和丁型肝炎病毒（HDV）核酶等核酶序列与启动子一起整合。这些核酶介导初级转录本的准确切割，从而产生具有正确3'和5'末端的病毒基因组RNA。总体而言，副黏病毒反向遗传学当前的主要修改集中在启动子系统（特别是T7和CMV）及其相应的RNA聚合酶供应方式，以及提供安全快速平台的微型基因组系统。

3.1.2. 未来方向：快速基因组组装技术

为克服传统依赖限制性酶切克隆的低效性，环化聚合酶延伸反应（CPER）和OriCiro等新型基因组组装平台已成为副黏病毒反向遗传学的有力工具。传统的全长抗原基因组cDNA构建涉及限制性酶切位点之间的精确连接，耗时且劳动密集。CPER技术通过连接聚合酶链式反应（PCR）扩增片段实现无缝拼接，显著加速了全长病毒基因组质粒的构建。CPER通过单个聚合酶延伸反应连接重叠DNA片段来组装全长病毒基因组，绕过细菌中的传统克隆步骤。该过程涉及设计具有同源末端的片段，进行延伸PCR形成环状DNA产物，并将其直接转染入细胞进行病毒拯救。该技术已应用于SARS-CoV-2病毒，使其携带特定突变以研究病毒变异对复制、致病性和免疫逃逸的影响。CPER系统还成功应用于波瓦桑病毒（POWV）的反向遗传学，实现了重组POWV的生成和减毒NS1糖基化位点的鉴定。对于负链RNA病毒，初步研究已证明CPER在水泡性口炎病毒（VSV）和RSV中的应用，表明该技术在该领域的应用前景。OriCiro无细胞克隆系统是一种不依赖大肠杆菌的DNA组装技术，通过体外酶促反应实现大片段DNA（最大达1 Mbp）的直接拼接和扩增。在腮腺炎病毒（MuV）研究中，该系统已用于MuV基因组的快速组装，有效替代了传统质粒克隆方法。该方法效率极高且快速，可在两天内完成MuV基因组组装，而传统方法需要3周或更长时间。通过消除细菌复制阶段，该系统显著降低了非目标突变风险并确保卓越的基因序列准确性（错误率低至10^-8）。此外，它支持单个反应中多个DNA片段（单次反应中超过八个片段）的同时组装，为引入复杂遗传修饰或异源基因提供了显著的灵活性。尽管因Moderna公司收购而商业不可获得，该方法学已明确证明其在反向遗传学应用中的实用性，为该领域未来发展奠定了基础。总之，CPER提供了一种快速的、基于PCR的无细胞环化方法，特别适用于生成具有位点特异性突变或报告基因的传染性克隆，无需中间克隆步骤即可快速表征病毒元件的表型。OriCiro则为非常大的或在细菌中不稳定或有毒的复杂DNA模板提供了 robust 的、不依赖大肠杆菌的扩增系统，非常适合组装新
兴副黏病毒的全长基因组。这两种技术可以独立使用：CPER适用于快速、中低通量的病毒基因组定制，而OriCiro擅长高保真、无细菌的大片段扩增。此外，它们可以互补应用——CPER生成正确组装的环状基因组，OriCiro随后将其扩增至转染所需的足够数量，从而为新一代副黏病毒反向遗传学提供 powerful 的全无细菌工作流程。

3.1.3. 未来方向：TAR技术

转化相关重组（TAR）是一种强大的DNA组装技术，利用酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）高效的同源重组系统从复杂基因组中选择性克隆和组装大片段DNA。TAR载体包含与目标DNA片段以及酵母基因组同源的序列。将多个重叠cDNA片段和线性化TAR载体共转染酵母细胞后，重叠cDNA片段之间以及载体与酵母基因组之间发生同源重组，从而将目标DNA组装入酵母人工染色体（YAC）。TAR已成功应用于大型正链RNA病毒（如人冠状病毒OC43）和DNA病毒（如 ascovirus）的反向遗传学，将病毒基因组分为多个cDNA片段并一步组装。YAC作为TAR系统的核心复制骨架，能够在酵母细胞内稳定维护超过100 kb的DNA片段，这对于组装大型病毒基因组至关重要。细菌人工染色体（BAC）可以通过同源重组或限制性酶切亚克隆将组装好的病毒基因组从YAC转移至BAC载体，从而在原核系统如大肠杆菌中进行后续操作。纳入BAC的主要优势在于细菌快速生长动力学、高转化效率和成熟的遗传工具，便于进行在酵母中更为繁琐的精确和高通量基因组修饰。例如，BAC系统可以无缝整合Red/ET重组等已建立的细菌遗传工具，实现基因敲除、插入和点突变等精确基因组修饰。尽管TAR尚未直接应用于副黏病毒等负链RNA病毒，但其组装大型基因组（通常15-19 kb）且避免细菌系统中常见不稳定性问题的能力使其极具前景。BAC技术于2012年首次用于RSV传染性克隆的构建，证明了其在副黏病毒反向遗传学中的可行性和实用性。尽管存在优势，若干挑战仍然存在。首先，TAR需要在酵母中维护大型YAC，对于常规分子克隆而言可能不如细菌系统方便。其次，将TAR适配于负链RNA病毒需要仔细考虑病毒复制所必需的确切末端序列。最后，虽然BAC系统提供更优的稳定性，但其对大 races with certain paramyxovirus genomic sequences containing undetected prokaryotic promoters or toxic genes.

3.2. 辅助蛋白的修饰

辅助蛋白（N、P、L）对启动副黏病毒复制至关重要。先前研究表明，这些蛋白的 robust 表达对于成功的病毒拯救至关重要。其他改进还包括建立稳定组成性表达T7 RNA聚合酶的细胞系，以及实施双质粒或多质粒表达系统。

3.2.1. 序列优化

密码子优化是通过最大化辅助蛋白（N、P、L）表达同时保持氨基酸序列来提高病毒拯救效率的关键策略。该方法已证明能显著提高宿主细胞中的病毒蛋白表达水平。例如，在博德特氏病毒（BoDV）的反向遗传学系统中，通过对其辅助蛋白进行密码子优化提高了重组BoDV的拯救效率，从而增强了病毒的总体回收率。此外，T7 RNA聚合酶基因的密码子优化也可提高拯救效率（从约5/10⁵提高至约30/10⁵转染细胞）。通过确保共转染期间有充足的组分，优化序列有助于更有效地启动病毒基因组复制和转录。这代表了一种多功能的优化策略，可系统应用于不同的副黏病毒系统。

3.2.2. 质粒系统的简化和整合

质粒系统的简化和整合代表了病毒反向遗传学的重大进展，旨在提高病毒拯救的效率和便利性。在副黏病毒科中，尤其在对NDV和麻疹病毒（MeV）的研究中，双质粒系统的开发大大简化了重组病毒的生成。传统的副黏病毒反向遗传学系统通常需要共转染至少四个质粒：分别编码病毒RNA依赖性RNA聚合酶（L蛋白）、聚合酶辅因子磷酸化蛋白（P蛋白）、核衣壳蛋白（N蛋白），以及包含全长病毒基因组的抗原基因组质粒。这种多质粒转染方法的成功率固有较低，尤其对低毒力病毒而言，因为四种或更多不同大小的质粒同时进入同一细胞并成功表达是一个罕见事件。为克服这些挑战，研究人员开发了简化的质粒系统。以NDV和MeV为代表的双质粒系统涉及一个携带全长病毒基因组的质粒和另一个表达必需病毒核衣壳和聚合酶蛋白（NP、P、L）的多启动子质粒。这种配置通过增加两种必需组分进入同一细胞的概率，显著提高了传统四质粒系统的拯救效率。单质粒系统代表了最终简化，将病毒基因组和蛋白表达盒整合至单一载体。虽然这种方法最小化了转染复杂性，但其构建极具挑战性，因为质粒在细菌系统中的大片段和不稳定性常导致细菌生长不良和质粒重排。此外，其大的质粒大小（>30 kb）导致细菌增殖过程中的不稳定性和频繁重排。因此，尽管理论上效率最优，单质粒系统的实际困难往往使其成为病毒拯救中更 robust 和可靠的选择。

3.2.3. 表达辅助蛋白的稳定细胞系

某些病毒利用稳定组成性表达辅助蛋白的细胞系来提高病毒拯救的效率和产量。值得注意的例子包括脊髓灰质炎病毒和轮状病毒。在脊髓灰质炎病毒和NDV的反向遗传学系统中，稳定表达T7 RNA聚合酶的细胞系显著降低了操作难度，从而促进病毒拯救。在复杂的轮状病毒系统中，FAST蛋白（一种对致病性至关重要的融合性病毒因子）的稳定表达显著提高了拯救效率。同样，对于甲型流感病毒，研究人员利用HEK293A细胞中的PiggyBac转座子元件开发了诱导型表达平台，以快速生成表达各种血凝素蛋白的细胞系。更有趣的策略是使用直接稳定表达部分病毒基因组的细胞系，如裂谷热病毒（RVFV）。开发了稳定的复制子细胞系（BHK-MP-12-Rep），其维持RVFV的L和S基因组片段的复制，但缺失编码糖蛋白的M片段。单周期病毒复制子颗粒（VRP）通过来自不同RVFV株的糖蛋白（Gn和Gc）的反式互补高效包装。该方法重现了真实的病毒进入和复制过程，同时最小化了生物安全风险，因为产生的VRP可以感染细胞但不能产生新的感染性病毒颗粒。虽然具体的辅助细胞系因病毒复制机制而异，但其根本目的一致，旨在通过稳定提供必需病毒组分来规避瞬时表达的局限性。这种方法与常规共转染方法的根本区别在于确保细胞群体中持续、均匀的蛋白表达，从而消除转染效率作为限制变量。对于副黏病毒反向遗传学，将这种方法适应于稳定表达N、P和L蛋白可能克服该领域最持久的瓶颈之一。这种策略在系统发育上如此多样化的病毒（正链、负链和分节段RNA病毒）中的成功实施强烈表明，该策略可以有效转化应用于副黏病毒系统，可能彻底改变新兴病原体研究和疫苗开发的拯救效率。

3.3. 拯救系统的增强

通过基因编辑、免疫通路调控和宿主适应三种策略对宿主细胞环境进行了系统优化。CRISPR/Cas9全基因组筛选已成功鉴定限制病毒复制的关键宿主因子。在轮状病毒研究中，敲除抗病毒因子SERPINB1或TMEM236显著提高了病毒滴度和疫苗株产量。关于免疫通路调控，在高度可转染细胞系中稳定表达诺如病毒受体mCD300lf或免疫逃逸蛋白（如降解IRF3和STAT1的PIV5-V蛋白，以及BVDV N^pro）有效绕过宿主先天免疫防御，大幅提高病毒拯救效率。此外，连续传代后病毒对特定宿主细胞的适应也允许选择携带有益突变的适应病毒株。例如，瓜纳里托病毒在Vero细胞传代过程中获得了L蛋白的E1497K突变，显著增强了复制效率和空斑清晰度。无细胞表达系统（CFES）是一种不依赖细胞的体外蛋白合成技术，利用提取的细胞器（如核糖体、酶）实现目标蛋白的快速生产。该系统已成功应用于多种病毒学研究，包括噬菌体（T7、M13）和RNA病毒（Qβ）的组装和工程化，实现病毒结构蛋白的高效合成和功能病毒颗粒的体外重建。该系统具有 exceptional 的效率和可控性，反应时间短（3-20小时），产量可达10⁸-10¹² PFU/mL。它还通过消除处理活病毒相关的风险提供了 enhanced 的安全性。此外，该系统的高度灵活性也有利于快速基因组修饰和非经典氨基酸的整合。与传统基于细胞的系统不同，CFES不受细胞活力、转染效率和复杂调控通路的限制。这种根本差异允许精确控制反应条件并直接获取合成产物，显著加速实验流程。具体针对副黏病毒研究，CFES能够快速表达和纯化F和HN等关键抗原，而无需与活病毒增殖相关的生物安全。该系统的模块化特性促进了高通量的抗病毒化合物筛选和简化的疫苗开发，可能彻底改变我们应对副黏病毒感染的方法。

4. 人工智能在副黏病毒工程中的潜在应用

AI在副黏病毒反向遗传学系统中的应用可分为近期和远期两个层次。当前应用应继续集中于提高拯救效率和系统稳定性，而远期应用包括基于反向遗传学数据预测病毒特性、致病性和潜在宿主，利用病毒组信息补全不完整病毒基因组，以及疫苗设计和RNP复合物的启动子识别建模。目前，可直接应用于副黏病毒的AI技术主要包括优化辅助蛋白表达和整体实验流程。对于辅助蛋白表达优化，可参考mRNA疫苗密码子优化的策略，根据目标细胞物种整合Ribo-seq细化训练数据集。除密码子序列外，优化过程还应考虑mRNA丰度和宿主基因表达谱以提高蛋白产量，并引入最小自由能（MFE）等参数增强RNA稳定性。Yupeng Li等开发的训练平台已成功将该方法应用于EGFP蛋白的密码子优化，使其在293T细胞中的表达量翻倍。该方法可直接转用于优化N、P和L等辅助蛋白的表达。除同义密码子优化外，微调辅助蛋白可改善其稳定性、表达效率和功能。Kiera H Sumida等通过整合深度神经网络（ProteinMPNN）、进化信息和结构数据为给定蛋白骨架设计新序列，以增强其物理特性。具体而言，研究团队通过固定功能关键残基和进化保守残基来保留蛋白的天然功能，并采用AlphaFold2进行生成序列的折叠预测和筛选。该方法已成功应用于肌红蛋白和TEV蛋白酶，产生了表达水平更高、热稳定性增强、催化效率显著提高（最高达26倍）的优化变体。然而，该方法目前仍局限于相对简单功能和结构的单一蛋白。鉴于副黏病毒反向遗传学系统涉及多种复杂蛋白的协同作用，该方法有效应用于改进此类系统仍存在相当差距。对于整体流程优化，目前可转化应用于副黏病毒反向遗传学的主要是自动化引物预测和病毒拯救条件优化。副黏病毒反向遗传学中病毒片段扩增、病毒基因组组装和多个质粒构建的过程需要设计大量引物，耗时耗力。因此，自动化引物设计工具将发挥关键作用。Ghorbani等开发了一种名为AutoPVPrimer的自动化引物设计工具，这是一个整合生物信息学工具和机器学习的模块化Python 3流程，用于自动化和优化植物病毒引物设计。使用以引物特征为输入的随机森林分类器，并通过RandomizedSearchCV优化设计参数，该研究有效提高了引物设计成功率和质量。该方法高度可移植，通过修改数据库和相关信息可快速适应副黏病毒的自动化引物设计。关于拯救条件优化，基于AI的病毒样颗粒（VLP）生产条件优化已经实现。使用神经网络和遗传算法等机器学习算法构建预测模型，识别关键工艺参数之间的非线性关系，从而指导培养基配方设计、营养浓度调整和生长动力学优化。例如，AI驱动的动力学模型可以模拟培养条件的动态变化，预测营养补充、pH调节和温度调控的最佳时机，以维持理想生长条件和提高VLP产量。现有副黏病毒反向遗传学研究已积累了大量先验数据库。通过利用类似于VLP培养条件优化的算法，未来极有可能辅助反向遗传学系统的优化。在长期应用中，AI在推动副黏病毒研究的多个方面也具有变革性潜力，从病毒结构补全、疫苗设计到宿主相互作用分析。宏基因组技术的进步使得从环境或临床样本中发现新型或不完整的病毒序列越来越普遍。AI为解释和利用这类碎片化数据提供了 powerful 工具。通过利用基因组语言模型，GIVAL等半监督智能框架能够基于病毒序列单独预测病毒宿主嗜性，即使输入序列不完整。在副黏病毒疫苗开发背景下，AI可以预测外源抗原的最佳插入位点，优化密码子使用以实现高表达水平，并评估工程化病毒的稳定性和免疫原性，从而加速新型和广谱疫苗的开发。AI已成功应用于VLP以优化生产过程、预测三维结构和鉴定潜在抗原靶点，并整合生物信息学工具与大规模数据分析和机器学习算法，以鉴定与高表达和结构稳定性相关的基因组特征。此外，DeepCodon等先进深度学习模型促进了对DNA序列与蛋白表达水平之间复杂关系的分析。通过鉴定和保留功能重要的稀有密码子簇，它促进了更精确的密码子优化，增强蛋白表达，最终提高VLP产量。AI擅长从复杂生物数据集中提取有意义的模式，这对于理解病毒-宿主关系和致病性分析至关重要。当前AI工具已能够分析和预测多个病毒家族的病毒-宿主蛋白-蛋白相互作用（PPIs），阐明病毒劫持宿主细胞机器和逃逸免疫应答的分子机制，同时促进抗病毒药物的合理设计。通过整合多组学数据，AI有望构建复杂的相互作用网络，以鉴定副黏病毒复制的关键宿主因子。AI还为预测副黏病毒的潜在宿主范围提供了强大能力。通过整合多种数据类型，AI模型可以预测副黏病毒的新宿主并评估跨物种传播风险。这种预测能力对于旨在预防人畜共患溢出现象的监测和早期预警系统尤为重要。